Summary

Laboratório de Simulação de um ferro (II) rico em Precambrian Marinha Ressurgência do sistema para explorar o crescimento de bactérias fotossintéticas

Published: July 24, 2016
doi:

Summary

Nós simulamos um sistema de ressurgência marinha ferruginoso Precambrian em uma coluna de fluxo vertical-escala de laboratório. O objetivo foi compreender perfis como geoquímicas de O2 e Fe (II) evoluir como cianobactérias produzem O 2. Os resultados mostram a criação de um chemocline devido a Fe (II) oxidação pelo fotossinteticamente O produziu 2.

Abstract

Um conceito convencional para a deposição de alguns pré-cambrianas Banded Ferro Formações (BIF) parte do princípio de que o ferro ferroso [Fe (II)] ressurgência de fontes hidrotermais no oceano pré-cambriano foi oxidado pelo oxigênio molecular [O 2] produzida por cianobactérias. Os BIFs mais antigas, depositadas antes da Grande Oxidação Evento (GOE) em cerca de 2,4 bilhões de anos (Gy) atrás, poderia ter se formado por oxidação direta de Fe (II) por anoxigênicas photoferrotrophs sob condições anóxicas. Como um método para testar os padrões geoquímicos e mineralógicos que se desenvolvem em diferentes cenários biológicos, nós projetamos uma coluna de fluxo vertical, 40 cm de comprimento para simular um Fe anóxica (II) rico em representante de um oceano antigo sistema de ressurgência marinha numa escala de laboratório . O cilindro foi embalado com uma matriz de pérolas de vidro poroso para estabilizar os gradientes geoquímicos e amostras líquidas para a quantificação de ferro poderiam ser tomadas ao longo da coluna de água. O oxigénio dissolvido foidetectado de forma não invasiva através optodes a partir do exterior. Os resultados de experiências bióticos que envolvidas fluxos de ressurgência de Fe (II) a partir do fundo, um gradiente de luz distintas, de cima, e cianobactérias presente na coluna de água, mostra uma clara evidência para a formação de Fe (III) precipita minerais e desenvolvimento de um chemocline entre o Fe (II) e O 2. Esta coluna permite testar hipóteses para a formação dos BIFs por cultura de cianobactérias (e no futuro photoferrotrophs) sob condições simuladas Precambrianos marinhos. Além disso, nós supomos que o nosso conceito de coluna permite a simulação de vários ambientes químicos e físicos – incluindo marinhos ou lacustres sedimentos superficiais.

Introduction

O pré-cambriano (4,6-,541 Gy atrás) atmosfera experimentou uma acumulação gradual de fotossíntese produzido oxigênio (O 2), talvez pontuada por mudanças graduais na chamada "Grande Oxidação Event" (GOE) a cerca de 2,4 Gy atrás, e novamente no Neoproterozóico (1-,541 Gy atrás) como o 2 atmosférico se aproximarem dos níveis modernos 1. As cianobactérias são os restos evolucionários dos primeiros organismos capazes de fotossíntese aeróbica 2. Geoquímicos estudos evidências e modelagem apoiar o papel dos ambientes costeiros rasos em abrigar comunidades ativas de cianobactérias ou organismos capazes de fotossíntese aeróbica ou fototróficas oxigênicos, gerando oásis de oxigênio locais na superfície do oceano abaixo de um ambiente predominantemente anóxica 3-5.

A deposição de formações ferríferas (BIFs) a partir de água do mar ao longo dos pontos Precambrianos de ferro (II) (Fe (II)) como um importante geoquímico Constituent da água do mar, pelo menos localmente, durante a sua deposição. Algumas das maiores BIFs são depósitos de águas profundas, formando fora da plataforma e talude continental. A quantidade de Fe depositado é incompatível a partir de um ponto de vista o equilíbrio de massa com (ou seja, resistência) de origem predominantemente continental. Portanto, grande parte da Fé devem ter sido fornecidos de alteração hidrotermal de máfica ou fundo do mar ultramafic crosta 6. As estimativas da taxa de Fe depositado popa dos ambientes costeiros são consistentes com Fe (II) fornecido à superfície do oceano através de ressurgência 7. Para que Fe para ser transportado em correntes de ressurgência, deve ter estado presente na forma reduzida, mobile – como Fe (II). O estado de oxidação de Fe média preservada em BIF é 2.4 8 e pensa-se geralmente que BIF preservar Fe depositado na forma de Fe (III), formado quando ressurgência de Fe (II) foi oxidado, possivelmente por oxigénio. Portanto, explorar Fe (II) mecanismos potenciais de oxidação ao longo environme inclinaçãonts é importante entender como BIF formado. Além disso, refinado caracterização geoquímica de sedimentos marinhos identificou que as condições ferruginosos, onde Fe (II) esteve presente em uma coluna de água anóxica, eram uma característica persistente dos oceanos em todo o pré-cambriano, e não pode ter sido limitado a apenas o tempo e lugar onde BIF foram depositados 9. Portanto, há pelo menos dois bilhões de anos de história da Terra, interfaces de redox entre Fe (II) e O 2 nos oceanos rasos eram susceptíveis comum.

Numerosos estudos utilizar sites modernos que são análogos químicos e / ou biológicos de características diferentes do oceano pré-cambriano. Um bom exemplo são lagos ferruginosos, onde Fe (II) é estável e presente nas águas de superfície iluminada pelo sol, enquanto a atividade fotossintética (incluindo por cianobactérias) foi detectado 10-13. Os resultados destes estudos fornecem informações sobre as características geoquímicas e microbianas de um ico para anóxico / ferchemocline ruginous. No entanto, estes sites são geralmente fisicamente estratificada com pouca mistura vertical 14, em vez de as interfaces químicas que ocorrem em um sistema de ressurgência, e são pensados ​​para apoiar a produção mais oxigênio no tempo pré-cambriano 4.

Um análogo natural para explorar o desenvolvimento de um oásis de oxigênio marinho sob uma atmosfera anóxica, e por um (II) sistema de ressurgência rico em Fe na coluna de água de superfície iluminada pelo sol não está disponível na Terra moderna. Portanto, é necessário um sistema de laboratório que podem simular uma zona de ressurgência ferruginosas e também apoiar o crescimento de cianobactérias e photoferrotrophs. A compreensão e identificação de processos microbianos e sua interação com um meio aquoso ressurgência que representa a água do mar pré-cambriano promove a compreensão e pode complementar as informações obtidas a partir do disco de rock, a fim de compreender totalmente os processos biogeoquímicos distintivas na Terra antiga. </p>

Para esse fim, uma coluna de escala laboratorial foi concebido em que o Fe (II) rico em meio de água do mar (pH neutro) foi bombeada para a parte inferior da coluna, e bombeado para fora a partir do topo. Iluminação foi fornecido na parte superior para criar um 4 cm de largura "zona photic" que apoiou o crescimento de cianobactérias no top 3 cm. Os ambientes naturais são geralmente estratificada e estabilizado por gradientes físico-químicas, como salinidade ou temperatura. A fim de estabilizar a coluna de água sobre uma escala de laboratório, o cilindro coluna foi empacotada com uma matriz de pérolas de vidro porosa que ajudou a manter o estabelecimento de padrões geoquímico que se desenvolveram durante o experimento. Um fluxo contínuo de gás N2 / CO 2, foi aplicada para lavar o espaço superior da coluna, a fim de manter uma atmosfera anóxica reflectora de um oceano antes da GOE 15. Depois de um fluxo constante de Fe (II) foi estabelecida, cianobactérias foram inoculados através da coluna, e a sua growth foi monitorizada por contagem de células em amostras retiradas através de portas de amostragem. O oxigénio foi monitorada in situ, colocando folhas optode sensíveis ao oxigénio sobre a parede interna do cilindro de coluna e as medições foram feitas com uma fibra óptica a partir de fora da coluna. Aquosa Fe especiação foi quantificada por amostras remoção dos portos de amostragem horizontal de profundidade resolvida e analisados ​​com o método Ferrozine. Os experimentos de controle abióticos e resultados demonstram uma prova de conceito – que um análogo de escala de laboratório da coluna de água antigo, mantido em isolamento da atmosfera, é realizável. Cianobactérias cresceu e produziu o oxigênio, e as reações entre Fe (II) e oxigênio foram resolúvel. Aqui, a metodologia para a concepção, preparação, montagem, execução e amostragem de tal coluna são apresentados, juntamente com os resultados de um 84 horas de execução da coluna enquanto inoculados com a cianobactéria marinha Synechococcus sp. PCC 7002.

Protocol

1. Preparação de cultura médio Nota: As informações sobre os equipamentos necessários, produtos químicos e materiais para a preparação do meio de cultura é listado na Tabela 1 Itálico códigos alfanuméricos entre parênteses referem-se a equipamentos discriminados na Tabela 2 e mostrado na Figura 1.. Prepare 5 L de meio marinho fotoautotrófico (MP) (adiante designado por "meio") seguindo o protocolo de Wu <e…

Representative Results

experimento controle Experimentos de controle abiótico (10 dias) demonstraram concentrações consistentemente baixos de oxigênio (O 2 <0,15 mg / L) sem flutuações significativas na Fe (II) -profile ao longo da coluna de água de ressurgência. A formação de precipitados (presumivelmente Fe (III) (oxyhydr-) óxidos) no reservatório médio e a ligeira diminuição do Fe (II) co…

Discussion

comunidades microbianas no oceano Pré-Cambriano eram regulados pelo, ou modificados como resultado de, a sua actividade e as prevalecentes condições geoquímicas. Ao interpretar as origens da BIF, investigadores geralmente inferir a presença ou a actividade de micro-organismos com base na sedimentology ou Geochemistry de BIF, por exemplo, Smith et ai. 23 e Johnson et ai. 24. O estudo de organismos modernos em ambientes modernos que têm análogos geoquímicos para amb…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Mark Nordhoff ajudou na concepção e implementação de conexões de tubos. Ellen Struve ajudou a seleccionar e adquirir equipamentos utilizados.

Materials

Widdel flask (5 L) Ochs 110015 labor-ochs.de
Glass bottles (5 L) Rotilabo Y682.1 carlroth.com
Glass pipettes (5 mL) 51714 labor-ochs.de
0.22 µm Steritop filter unit (0.22 µm Polyethersulfone membrane) Millipore X337.1 carlroth.com
Aluminum foil
Sterile Luer Lock glass syringe, filled with cotton C681.1 carlroth.com
Luer Lock stainless steel needles (150 mm, 1.0 mm ID) 201015 labor-ochs.de
NaCl Sigma 433209 sigmaaldrich.com
MgSO4 Sigma 208094 sigmaaldrich.com
CaCl2 Sigma C4901 sigmaaldrich.com
NH4Cl Sigma A9434 sigmaaldrich.com
KH2PO4 Sigma P5655 sigmaaldrich.com
KBr Sigma P3691 sigmaaldrich.com
KCl Sigma P9541 sigmaaldrich.com
Glass cylinder Y310.1 carlroth.com
Glass wool 7377.2 carlroth.com
Glass beads (ø 0.55 – 0.7 mm) 11079105 biospec.com
Butyl rubber stopper (ø 1.2 cm) 271024 labor-ochs.de
Petri Dish, glass (ø 8.0 cm) T939.1 carlroth.com
Polymers glue OTTOSEAL S68 adchem.de
Optical oxygen sensor foil (for oxygen analysis, see below) – on request – presens.de
Rubber tubing (35 mm, 7 mm ID) 770350 labor-ochs.de
Luer Lock tube connector (3.0 mm, luer lock male = LLM) P343.1 carlroth.com
Luer Lock tube connector (3.0 mm, luer lock female = LLF) P335.1 carlroth.com
Rubber tubing (25 mm, 0.72 mm ID) 2600185 newageindustries.com
Rubber tubing (50 mm, 7 mm ID) 770350 labor-ochs.de
Luer Lock stainless steel needle (150 mm, 1.0 mm ID) 201015 labor-ochs.de
Luer Lock glass syringe (10 mL) C680.1 carlroth.com
Loose cotton 
Butyl rubber stopper (ø 1.75 cm) 271050 labor-ochs.de
Stainless steel needle (40 mm, 1.0 mm ID) Sterican 4665120 bbraun.de
Luer Lock stainless steel needle (150 mm, 1.5 mm ID) 201520 labor-ochs.de
position: Luer Lock female connector part at C.7
Polymers glue OTTOSEAL S68 adchem.de
Stainless steel needle (120 mm, 0.7 mm ID) Sterican 4665643 bbraun.de
Rubber tubing (40 mm, 0.74 mm ID) 2600185 newageindustries.com
Heat shrink tubing (35 mm, 3 mm ID shrunk) 541458 – 62 conrad.de
Tube clamp STHC-C-500-4 tekproducts.com
Luer Lock tube connector (1.0 mm, LLF) P334.1 carlroth.com
Luer Lock plastic cap (LLM) CT69.1 carlroth.com
Glass bottle (5 L) Rotilabo Y682.1 carlroth.com
Butyl rubber stopper (for GL45) 444704 labor-ochs.de
Stainless steel capillary (300 mm, 0.74 mm ID) 56736 sigmaaldrich.com
Stainless steel capillary (50 mm, 0.74 mm ID) 56737 sigmaaldrich.com
Shrink tubing (35 mm, 3 mm ID shrunk) 541458 – 62 conrad.de
Rubber tubing (100 mm, 0.74 mm ID) 2600185 newageindustries.com
Luer Lock tube connector (1.0 mm, LLF) P334.1 carlroth.com
Luer Lock glass syringe (10 mL) C680.1 carlroth.com
Loose cotton 
Butyl rubber stopper (ø 1.75 cm) 271050 labor-ochs.de
Stainless Steel needle (40 mm, 0.8 mm ID) Sterican 4657519 bbraun.de
Luer Lock glass syringe (5 mL) C679.1 carlroth.com
Butyl rubber stopper (ø 1.75 mm) 271050 labor-ochs.de
Stainless steel needle (40 mm, 0.8 mm ID) Sterican 4657519 bbraun.de
Rubber tubing (40 mm, 0.74 mm ID) 2600185 newageindustries.com
Glass bottle (2 L) Rotilabo X716.1 carlroth.com
Butyl rubber stopper (for GL45) 444704 labor-ochs.de
Stainless steel capillary (50 mm, 0.74 mm ID) 56736 sigmaaldrich.com
Rubber tubing (30 mm x 0.74 mm ID) 2600185 newageindustries.com
Rubber tubing (100 mm x 0.74 mm ID) 2600185 newageindustries.com
Luer Lock tube connector (1.0 mm, LLF) P334.1 carlroth.com
Luer Lock 3-way connector (LLF, 2x LLM) 6134 cadenceinc.com
Light source Samsung SI-P8V151DB1US samsung.com
Peristalic pump Ismatec EW-78017-35 coleparmer.com
Pumping tubing (0.89 mm ID) EW-97628-26 coleparmer.com
Stainless steel capillary (200 mm, 0.74 mm ID) 56736 sigmaaldrich.com
Stainless steel capillary (400 mm, 0.74 mm ID) 56737 sigmaaldrich.com
Supel-Inert Foil (Tedlar – PFC) gas pack (10 L) 30240-U sigmaaldrich.com
Rubber tube (30 mm, 6 mm ID) 770300 labor-ochs.de
Luer Lock tube connector (3.0 mm, LLM) P343.1 carlroth.com
Luer Lock tube connector (3.0 mm, LLF) P335.1 carlroth.com
Gas-tight syringe (20 mL) C681.1 carlroth.com
Bunsen burner
Fiber optic oxygen meter for oxygen quantification Presens TR-FB-10-01 presens.de
Vacuum pump
Silicone glue for oxygen optodes Presens PS1 presens.de

References

  1. Lyons, T. W., Reinhard, C. T., Planavsky, N. J. The rise of oxygen in Earth’s early ocean and atmosphere. Nature. 506 (7488), 307-315 (2014).
  2. Raymond, J., Blankenship, R. E. The origin of the oxygen-evolving complex. Coord. Chem. Rev. 252 (3-4), 377-383 (2008).
  3. Kendall, B., Reinhard, C. T., Lyons, T., Kaufman, A. J., Poulton, S. W., Anbar, A. D. Pervasive oxygenation along late Archaean ocean margins. Nature Geosci. 3 (9), 647-652 (2010).
  4. Olson, S. L., Kump, L. R., Kasting, J. F. Quantifying the areal extent and dissolved oxygen concentrations of Archean oxygen oases. Chem. Geol. 362 (1), 35-43 (2013).
  5. Satkoski, A. M., Beukes, N. J., Li, W., Beard, B. L., Johnson, C. M. A redox-stratified ocean 3.2 billion years ago. Earth Planet. Sci. Lett. 430 (1), 43-53 (2015).
  6. Holland, H. D. Oceans – Possible Source of Iron in Iron-Formations. Econ. Geol. 68 (7), 1169-1172 (1973).
  7. Holland, H. D., Lazar, B., Mccaffrey, M. Evolution of the Atmosphere and Oceans. Nature. 320 (6057), 27-33 (1986).
  8. Klein, C., Beukes, N. J., Schopf, J. W., Klein, C. Time distribution, stratigraphy, and sedimentologic setting, and geochemistry of Precambrian iron-formations. The Proterozoic Biosphere. , 139-146 (1992).
  9. Poulton, S. W., Canfield, D. E. Ferruginous Conditions: A Dominant Feature of the Ocean through Earth’s History. Elements. 7 (2), 107-112 (2011).
  10. Busigny, V., et al. Iron isotopes in an Archean ocean analogue. Geochim. Cosmochim. Acta. 133, 443-462 (2014).
  11. Crowe, S. A., et al. Photoferrotrophs thrive in an Archean Ocean analogue. PNAS. 105 (41), 15938-15943 (2008).
  12. Jones, C., et al. Biogeochemistry of manganese in ferruginous Lake Matano, Indonesia. Biogeosciences. 8 (10), 2977-2991 (2011).
  13. Lliros, M., et al. Pelagic photoferrotrophy and iron cycling in a modern ferruginous basin. Sci. Rep. 5 (13803), (2015).
  14. Koeksoy, E., Halama, M., Konhauser, K. O., Kappler, A. Using modern ferruginous habitats to interpret Precambrian banded iron formation deposition. Int. J. Astrobiol. , 1-13 (2015).
  15. Canfield, D. E. A new model for Proterozoic ocean chemistry. Nature. 396 (6710), 450-453 (1998).
  16. Wu, W. F., et al. Characterization of the physiology and cell-mineral interactions of the marine anoxygenic phototrophic Fe(II) oxidizer Rhodovulum iodosum – implications for Precambrian Fe(II) oxidation. FEMS Microbiol. Ecol. 88 (3), 503-515 (2014).
  17. Hungate, R. E., Macy, J. The Roll-Tube Method for Cultivation of Strict Anaerobes. Bull. Ecol. Res. Comm. 17 (1), 123-126 (1973).
  18. Van Baalen, C. Studies on marine blue-green algae. Bot. mar. 4 (1-2), 129-139 (1962).
  19. Sakamoto, T., Bryant, D. A. Growth at low temperature causes nitrogen limitation in the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002. Arch. Microbiol. 169 (1), 10-19 (1998).
  20. Swanner, E. D., Mloszewska, A. M., Cirpka, O. A., Schoenberg, R., Konhauser, K. O., Kappler, A. Modulation of oxygen production in Archaean oceans by episodes of Fe(II) toxicity. Nature Geosci. 8 (2), 126-130 (2015).
  21. Stookey, L. L. Ferrozine – a New Spectrophotometric Reagent for Iron. Anal. Chem. 42 (7), 779-784 (1970).
  22. Fitch, M. W., Koros, W. J., Nolen, R. L., Carnes, J. R. Permeation of Several Gases through Elastomers, with Emphasis on the Deuterium Hydrogen Pair. J. Appl. Polym. Sci. 47 (6), 1033-1046 (1993).
  23. Smith, A. J. B., Beukes, N. J., Gutzmer, J. The Composition and Depositional Environments of Mesoarchean Iron Formations of the West Rand Group of the Witwatersrand Supergroup, South Africa. Econ. Geol. 108 (1), 111-134 (2013).
  24. Johnson, C. M., Beard, B. L., Klein, C., Beukes, N. J., Roden, E. E. Iron isotopes constrain biologic and abiologic processes in banded iron formation genesis. Geochim. Cosmochim. Acta. 72 (1), 151-169 (2008).
  25. Krepski, S. T., Emerson, D., Hredzak-Showalter, P. L., Luther, G. W., Chan, C. S. Morphology of biogenic iron oxides records microbial physiology and environmental conditions: toward interpreting iron microfossils. Geobiology. 11 (5), 457-471 (2013).
  26. Posth, N. R., Konhauser, K. O., Kappler, A. Microbiological processes in banded iron formation deposition. Sedimentology. 60 (7), 1733-1754 (2013).
  27. Maliva, R. G., Knoll, A. H., Simonson, B. M. Secular change in the Precambrian silica cycle: Insights from chert petrology. Geol. Soc. Am. Bull. 117 (7-8), 835-845 (2005).
  28. Kappler, A., Pasquero, C., Konhauser, K. O., Newman, D. K. Deposition of banded iron formations by anoxygenic phototrophic Fe(II)-oxidizing bacteria. Geology. 33 (11), 865-868 (2005).
  29. Krepski, S. T., Hanson, T. E., Chan, C. S. Isolation and characterization of a novel biomineral stalk-forming iron-oxidizing bacterium from a circumneutral groundwater seep. Environ. Microbiol. 14 (7), 1671-1680 (2012).
  30. Czaja, A. D., Johnson, C. M., Beard, B. L., Roden, E. E., Li, W. Q., Moorbath, S. Biological Fe oxidation controlled deposition of banded iron formation in the ca. 3770 Ma Isua Supracrustal Belt (West Greenland). Earth. Planet. Sci. Lett. 363 (1), 192-203 (2013).
  31. Melton, E. D., Schmidt, C., Kappler, A. Microbial iron(II) oxidation in littoral freshwater lake sediment: the potential for competition between phototrophic vs. nitrate-reducing iron(II)-oxidizers. Front. Microbiol. 3 (197), 1-12 (2012).
check_url/54251?article_type=t

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Maisch, M., Wu, W., Kappler, A., Swanner, E. D. Laboratory Simulation of an Iron(II)-rich Precambrian Marine Upwelling System to Explore the Growth of Photosynthetic Bacteria. J. Vis. Exp. (113), e54251, doi:10.3791/54251 (2016).

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