Прижизненные изображения двух Фотон лейкоцитов во время иммунный ответ в мыши Липополисахарид лечение печени
Summary
Мы создали Роман хирургический протокол для двух Фотон томография печени живых мышей с минимальным вторжением. С этой техникой мы определили подробную структуру печени во время Липополисахарид индуцированной эндотоксемии. Мы ожидаем, что этот метод может использоваться для определения эффективности различных реагентов лечения печёночной лейкоцитарной миграции.
Abstract
Сепсис — это тип тяжелой инфекции, которая может вызвать отказ органов и тканей повреждения. Хотя показатели смертности и заболеваемости связанные с сепсисом являются чрезвычайно высоким, нет прямого обращения или связанных с органа механизма рассматривался подробно, в режиме реального времени. Печень является ключевым органом, который управляет токсинов и инфекций в организме человека. Здесь мы стремились выполнить прижизненные изображения мыши печени после индукции эндотоксемии, чтобы отслеживать сократительной способности иммунных клеток, таких как нейтрофилы и макрофаги печени капсульные (LCMs). Соответственно мы разработали новый хирургический метод для экспозиции печени с минимально инвазивной хирургии. Мышей внутрибрюшинно вводили с липополисахарида (LPS), общие эндотоксин. Используя наш Роман хирургический подход для экспозиции и прижизненные изображения мыши печени, мы обнаружили, что нейтрофилов вербовки в LPS-лечение LysM Зеленый флуоресцентный белок (ГПУП) мыши печени был увеличен по сравнению с этим в фосфат амортизированное солевой раствор лечение печени. После лечения LPS со временем значительно увеличилось количество нейтрофилов. Кроме того с помощью мыши CX3Cr1-GFP, мы успешно визуализирована печени-резидентов макрофаги, называется LCMs. Таким образом чтобы исследовать эффективность новых реагентов для управления иммунной мобильности в естественных условиях, определении подвижности и морфология нейтрофилов и LCMs в печени может позволить нам определить терапевтический эффект в орган тканей и неудачи ущерб, причиненный активации лейкоцитов в сепсиса.
Introduction
Печень является основным метаболических органом в млекопитающих; Он действует как башня управления для энергии, гормоны и детоксикации1. Из-за ее важности исследователи провели много in vitro и in vivo экспериментов для выяснения изменений в печени при воспалении. Для захвата изображений в реальном времени из печени2 был использован прижизненной микроскопии. Действительно различные печени, что тепловизионные методы были введены2,3,4,5,6. Однако с тем чтобы разработать более упрощенный хирургический подход и добиться стабилизации органа-мишени и иммунных клеток, мы разработали простой протокол, который может руководствоваться исследователи для сведения к минимуму их усилий для прижизненной визуализации.
В этом исследовании мы ввели стабильной и Роман тепловизионные камеры и хирургической техники, которые могут быть использованы для сведения к минимуму кровотечения и возможных инфекций. Мы подтвердили, что печень остается неизменным для более чем 2 ч. С помощью этого метода мы успешно определили морфологии LCMs7 и нейтрофилов под септические состояния. Поскольку этот метод минимизирует физических и биологических отягощающих факторов, таких как дрожали и неожиданные воспаления при хирургической процедуры, мы ожидаем, что этот метод может быть использован для наблюдения острых реакций иммунных клеток в печени в ответ на Реагенты, как LPS.
Protocol
Representative Results
Discussion
Печени активно изучается многими группами3,10, ввиду важности его функции. К примеру Хейманн et al. предложил деликатный метода, с помощью агарозы. Хотя этот метод оказался весьма точные, параметр агарозы занимает время. Однако с нашей методологии, все процед…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Это исследование было поддержано грант от национального исследования Фонда из Кореи (NRF) финансируется правительством Кореи (MSIP; 2016R1A2B4008199 Грант № Y-м. H.), Министерство здравоохранения и социального обеспечения, Республика Корея (номер гранта: HI14C1324).
Materials
| Custom designed chamber | Live Cell Instruments | Custom-designed size | |
| Metal cover slide | Live Cell Instruments | Custom-designed size | |
| Cover glass | Electron Microscopy Sciences | #72204-03 | |
| Sylgard 184 Silicone elastomer kit | Dow Corning | ||
| Erlenmeyer flask | DURAN | 21 216 36 | |
| Cell culture plate (Flat type) | HYUNDAI Micro Co. | H31006 | |
| Desiccator | ADARSH | 55204 | |
| High Q BOND SE 5 mL | BJM LAB | To make semi-permanent dam | |
| Flexible Silicone Rubber Heaters | Omega | SRFR/SRFG SERIES, M1250/0800 | |
| DC power supply | Toyotech | DP30-03A | |
| Phosphate-buffered saline | Home-made | ||
| Lipopolysaccharides (LPS) from Salmonella enteria serotype enteritidis | Sigma-Aldrich | L6011 | |
| Texas Red Dextran | Thermo Fisher Scientific | D1830 | |
| 15 mL High-clarity polypropylene conical tube |
FALCON | 14-959-49B | |
| 0.45 μm filter (Minisart Syringe Filter) | Sartorius | 16555k | |
| 1.5ml Micro Tube, Amber | Axygen | MCT-150-X | For light-blocking |
| 1 mL syringe | Korea Vaccine | KV-S01 | |
| 3 mL syringe | Korea Vaccine | KV-S03 | |
| 10 mL syringe | Korea Vaccine | KV-S10 | |
| 0.3 mL insulin syringe | Becton Dickinson | 324900 | |
| Hair removal cream 100 mL | Body natur | ||
| Cotton swab | ABDI | ||
| Zoletil 50 5 mL | Virbac | ||
| Rompun 10 mL | Bayer | ||
| Heating plate | Live Cell Instruments | PH-S-10 | Custom-designed size |
| DC controller | Live Cell Instruments | CU-301 | |
| Microdessection Scissors | Harvard Apparatus | 72-5418 | |
| Scissors | Roboz | RS-5882 | |
| Forceps | Roboz | RS-5137 | |
| Vet bond | 3M | 1469SB | |
| ZEN software (Black Edition) | Carl Zeiss | Program for LSM 7 MP | |
| LSM 7 MP | Carl Zeiss | ||
| Volocity | PerkinElmer | Analysis program |
References
- Girard, J. R., et al. Fuels, hormones, and liver metabolism at term and during the early postnatal period in the rat. J Clin Invest. 52 (12), 3190-3200 (1973).
- Marques, P. E., et al. Imaging liver biology in vivo using conventional confocal microscopy. Nat Protoc. 10 (2), 258-268 (2015).
- Dasari, S., Weber, P., Makhloufi, C., Lopez, E., Forestier, C. L. Intravital Microscopy Imaging of the Liver following Leishmania Infection: An Assessment of Hepatic Hemodynamics. J Vis Exp. (101), e52303 (2015).
- Honda, M., et al. Intravital imaging of neutrophil recruitment in hepatic ischemia-reperfusion injury in mice. Transplantation. 95 (4), 551-558 (2013).
- Jenne, C. N., Wong, C. H., Petri, B., Kubes, P. The use of spinning-disk confocal microscopy for the intravital analysis of platelet dynamics in response to systemic and local inflammation. PLoS One. 6 (9), e25109 (2011).
- Ritsma, L., et al. Intravital microscopy through an abdominal imaging window reveals a pre-micrometastasis stage during liver metastasis. Sci Transl Med. 4 (158), 158ra145 (2012).
- Sierro, F., et al. A Liver Capsular Network of Monocyte-Derived Macrophages Restricts Hepatic Dissemination of Intraperitoneal Bacteria by Neutrophil Recruitment. Immunity. 47 (2), 374-388 (2017).
- Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages. Blood. 96 (2), 719-726 (2000).
- Jung, S., et al. Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion. Mol Cell Biol. 20 (11), 4106-4114 (2000).
- Heymann, F., et al. Long term intravital multiphoton microscopy imaging of immune cells in healthy and diseased liver using CXCR6.Gfp reporter mice. J Vis Exp. (97), (2015).
