JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Biology

Kvantifisere leukocytter Egress via lymfekar fra Murine huden og svulster

Published: January 07, 2019
doi:
10.3791/58704
, , , , ,
1Department of Cell, Developmental, & Cancer Biology,Oregon Health and Science University, 2Department of Molecular Microbiology & Immunology,Oregon Health and Science University, 3Department of Dermatology,Oregon Health and Science University, 4Knight Cancer Institute,Oregon Health and Science University

Summary

Her viser vi metodene for i vivo kvantifisering av leukocytter egress fra naiv, betent, og ondartet murine hud. Vi utfører en head-to-head sammenligning av to modeller: transdermal FITC programmet og i situ photoconversion. Videre viser vi nytten av photoconversion for å spore leukocytter egress fra kutan svulster.

Abstract

Leukocytter egress fra perifere vev til drenering lymfeknuter er ikke bare avgjørende for immun overvåking og innvielse, men bidrar også til oppløsningen av eksterne tissue svar. Mens en rekke metoder er brukt om å kvantifisere leukocytter egress fra ikke-lymfoide, perifere vev, fortsatt mobilnettet og molekylære mekanismer som styrer kontekst-avhengige egress dårlig forstått. Her beskriver vi bruk av i situ photoconversion for kvantitativ analyse av leukocytter egress fra murine hud og svulster. Photoconversion tillater direkte merkingen av leukocytter bosatt innen kutan vev. Om huden eksponering for voldsomhet lyset induserer lokale preget inflammatorisk svar av leukocytter infiltrerer og vaskulær leakiness, i en head-to-head sammenligning med transdermal applikasjon av fluorescerende tracers, photoconversion spesielt merket vandrende dendrittiske celle populasjoner og samtidig aktivert kvantifisering av lymfoide og myeloide egress fra kutan microenvironments og tumorer. Mekanismer av leukocytter egress fortsatt mangler en komponent i vår forståelse av intratumoral leukocytter kompleksitet, og dermed bruk av verktøyene som beskrives her gir innblikk i dynamikken i svulst immun microenvironments både på stødig statlige og svar på terapi.

Introduction

Eksterne tissue immunreaksjoner er formet ikke bare av leukocytter rekruttering til områder av betennelse, men også av mekanismer som regulerer deres påfølgende oppbevaring. Dermed er beskyttende immunitet diktert av kumulativ cellulære og molekylære mekanismer som bestemmer om en leukocytter inn, opphold, eller snarere overfører av eksterne tissue via lymfekar. Viktigst, er hang for leukocytter avslutte vev gjennom lymfekar (kalt egress) knyttet til sine spesialiserte funksjoner. Dendrittiske celler (DC) erverve vandrende atferd svar på modning signaler som fører til antigen transport og presentasjon i drenering lymfeknuter (dLN), en prosess som er nødvendig for adaptiv immunitet1. Scavenging myeloide celler, som makrofager og nøytrofile, tjene til å fjerne apoptotisk rester gjennom fagocytose. Under bakteriell infeksjon, nøytrofile egress vev og til slutt gjennomgår apoptose-programmert i dLNs2 og en modell av DSS-indusert kolitt, dataene støtter hypotesen at macrophage egress er nødvendig for å løse lokal betennelse3. Om nøytrofile og macrophage egress oppstår i alle inflammatorisk sammenhenger, men er ukjent. Bevis for T lymfocytt egress fra steady state4,5,6,7, infiserte8og betent4,9,10, 11,12 perifer, ikke-lymfoid vev angir at recirculate aktivt T celler, men vev-basert signaler som driver denne utkjørselen fortsatt dårlig forstått. Flere studier har identifisert signaler nødvendig for retningsbestemt overføring mot drenering lymfatisk kapillærene og påfølgende egress inkludert chemokine (C-C motiv) ligand 21 (CCL21) og dens reseptoren CCR74,11, 13, chemokine (C-X-C motiv) ligand 12 (CXCL12) og reseptor CXCR42,14, og sphingosine-1-fosfat (S1P)10,15,16. Disse mekanismene er ikke aktive i alle sammenhenger, men og om de bestemmer egress av alle celletyper fortsatt et åpent spørsmål. Viktigere, krever innsikt i mekanismer som styrer egress og relevansen fungerende sykdom kvantitative i vivo metoder for analyse.

Flere metoder har blitt brukt om å kvantifisere egress i flere dyremodeller i vivo inkludert direkte cannulation av lymfekar, adopsjon overføring av ex vivo merket leukocytter, transdermal applikasjon av fluorescerende tracers, injeksjon av merket partikler og i vivo photoconversion17,18. Direkte cannulation av afferente musen lymfekar er vanskelig og begrenset i små dyr av volumet av væske som kan samles. Dermed cannulation er hovedsakelig utført i store dyr (f.eks., sau) hvor slike kirurgisk manipulasjoner er praktisk. Disse studiene gir direkte bevis for tilstedeværelsen av både lymfoide og myeloide celler i lymfe10,19,20. Videre avslører ovine modeller at akutt og kronisk betennelse økt lymfocytt tilstedeværelse i lymfe med nesten 100-fold10,21.

Adopsjon overføring av merket og genetisk manipulerte lymfocytter har viktigere avslørt at CCR7 kreves for egress av CD4+ T celler fra akutt betent hud5,11, mens forbehandling av lymfocytter med de små molekylet S1P reseptor Agonistiske hemmer FTY720, bare delvis deres egress10. Interessant, egress av overførte lymfocytter fra kronisk betent hud er uavhengig av CCR710, men krever delvis CXCR49. Adopsjon overføring eksperimenter, men gir ikke-fysiologiske antall ex vivo aktivert og merket lymfocytter i vevet gjennom injeksjon, som endrer biomekaniske miljøet i vev og forhøyet interstitiell væsketrykk under driften det åpne første lymfatisk kapillærene og endre deres transport egenskaper22. Som et alternativ, transdermal applikasjon av fluorescein isothiocyanate (FITC) i tilstedeværelse eller fravær av dermal irritanter (f.eks., Dibutylftalat, DBP) eller infeksjon23,24 tillater sporing av phagocytic celler som akkumuleres tracer og overfører til dLNs. Tilsvarende gir fluorescently merket svulster betyr å spore phagocytic celler som har engulfed svulst materiale25. Disse metodene har gitt viktig innsikt i mekanismer som styrer DC egress13,14,17,26,27 , men ikke å spore ikke-phagocytic lymfocytter og tolkning kan kompliseres av gratis lymfedrenasje av løselig FITC dermed merking ikke-trekkfugler og LN bosatt DCs.

Eventuelt er intravital mikroskopi et kraftig verktøy som gir i vivo sporing av fysiologisk relevante leukocytter populasjoner i sanntid28,29. Brukt i kombinasjon med reporter mus og antistoff-basert i vivo immunofluorescent merking, intravital mikroskopi har avslørt komplekset romlige og timelige dynamikken i immun celle menneskehandel, inkludert interstitiell overføring30 , transmigration over den lymfatiske endotelet, passering i lymfatisk lumen og overføring på LN oppføring28,31. Omfattende bruk av intravital Bildeteknikker begrenses av utgifter, nødvendig ekspertise for satt opp, og begrenset gjennomstrømming for kvantifisering flere celletyper. Likevel vil kopling kvantitative metoder som analyserer populasjonsdynamikk vev med intravital bildebehandling gi ekstra og viktig mekanistisk innsikt med hensyn til mekanismer for motilitet og migrering mot og lymfatiske kapillærene 18 , 31 , 32.

Derfor i vivo photoconversion har dukket opp som en metode som tillater i situ merking, uavhengig av phagocytic aktivitet, og for kvantifisering av fysiologiske leukocytter egress (kombinert med flowcytometri) i den fravær eller tilstedeværelse av utfordringen. Kaede-vs mus uttrykke constitutively et protein isolert fra steinete korallrev som viser grønne fluorescens (Kaede grønne) til utsatt for violet lys, hvoretter den irreversibelt konverterer til rød fluorescens (Kaede rød)33. Photoconverted celler kan spores som de egress fra eksterne tissue nettsteder og akkumuleres i dLNs. Dette og andre lignende photoconvertible musen modeller34,35 har åpenbart viktig biologi inkludert konstituerende egress av regulatoriske T celler fra huden36, CXCR4-avhengige B celle egress fra Peyers oppdateringer37 , mobilisering av bosatt minne T celler peptid re utfordre38og bred leukocytter egress fra svulst microenvironments39. Her, utfører vi en head-to-head sammenligning av photoconversion med transdermal FITC programmet i forbindelse med kutan inflammation og infeksjon å tillate direkte sammenligning av eksisterende data med metoden photoconvertible. Videre vi vise photoconversion i implantert svulster og beskrive konvertering effektivitet og selektiv egress fra svulst microenvironments. Slik vi hevde at ytterligere anvendelse av disse metodene er nødvendig å belyse kritiske biologi leukocytter egress fra svulster, som vil ha for å tolke intratumoral leukocytter kompleksitet, anti-tumor immunitet, og svar på terapi.

Protocol

Alle dyr protokoller har blitt godkjent av institusjonelle Animal Care og bruk komiteen på Oregon Health & Science University. 1. Innledning betennelse og FITC maleri av musen Pinna I laminær strømning hette, bedøve C57Bl/6 mus med fordampede isofluorane (indusere på 3-5% isofluorane og opprettholde på 1-3% isofluorane; oksygen flow rate på 0,5-1.0 L/min). Sikre riktig anesthetization ved å overvåke tap av pedal refleks, ufrivillige bevegelser og redusert respirasjonsfrekven…

Representative Results

Vi først forsøkte å gjenskape photoconversion resultater publisert i litteraturen å vurdere effektiviteten og bestemme tilknyttet betennelse i huden musen. Det øre høydepunkt var utsatt for 100 mW violet lys (405 nm) for 3 min som tidligere beskrevet33. Enkelt celle suspensjoner generert fra øre hud eller cervical dLNs umiddelbart etter eksponering avslørte en 78% konvertering effektivitet av alle CD45+ leukocytter i huden med ingen konverterte c…

Discussion

Selv om leukocytter egress fra eksterne, ikke-lymfoid vev er kritisk for initiering og oppløsning på immunreaksjoner, er molekylære mekanismer som styrer egress dårlig forstått. Dette gapet i kunnskap skyldes klare tilgjengelighet av verktøy for kvantifisering i vivo. Her beskriver vi bruk av photoconvertible mus (Kaede-Tg) å kvantifisere endogene leukocytter egress fra huden og svulster og gi en direkte head-to-head sammenligning FITC maling i provoserende og infeksjon modeller. Vi viser at mens begge mo…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne vil gjerne takke Dr. Marcus Bosenberg for å gi YUMM 1.1 og YUMM 1.7 murine melanom linjer og Dr. Deborah J. Fowell for å gi B6. CG-Tg(CAG-tdKaede) 15Utr mus med RIKEN BRC gjennom nasjonale Bio-ressursen av MEXT, Japan.

Materials

Collagenase D Roche 11088866001
DNase Roche 4536282001
Silver-LED-405B light source with optical fiber and collimtor Prizmatix Ltd V8144
Fluorescein isothiocyanate isomer I Sigma-Aldrich F4274
dibutyl phthalate Sigma-Aldrich 524980
acetone Macron Fine Chemicals 2440-02
29-guage syringes Exel International 26029
Evans Blue Sigma-Aldrich E2129
70 um cell strainers VWR 732-2758
paraformaldehyde Sigma-Aldrich P6148
HBSS Caisson HBL06
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit Invitrogen L34966
Purified Anti-mouse CD16/CD32 Tonbo Biosciences 70-0161-M001
BV605 CD11c (clone N418) Biolegend 117334
PerCP-Cy5.5 MHCII (clone M5/114.15.2) BD Pharmingen 562363
BV421 CD3e (clone 145-2C11) Biolegend 100341
APC CD8a (clone 53-6.7) TonBo Biosciences 20-0081-u100
APC-Cy7 CD45 (clone 30-F11) Biolegend 103116
BV650 CD19 (clone 6D5) Biolegend 115541
PercCP-Cy5.5 Ly6C (clone HK1.4) Biolegend 128011
Alexa Fluor 647 F4/80 (clone BM8) Biolegend 123121
APC-Cy7 Ly6G (clone 1A8) Biolegend 127623
BV711 CD11b (clone M1/70) Biolegend 101241
BV605 CD45 (clone 30-F11) Biolegend 103155
BV711 CD4 (clone RM4-5) BD Biosciences 563726
Bovine serum albumin (Fraction V) Fisher Scientific BP1600-100
Anit-Rat and Anti-Hamster Igk / Negative Control Compensation Particle Set BD Biosciences 552845
Fortessa Flow Cytometer BD Biosciences
FlowJo v10 Software FlowJo
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Banchereau, J., Steinman, R. M. Dendritic cells and the control of immunity. Nature. 392 (6673), 245-252 (1998).
  2. Hampton, H. R., Bailey, J., Tomura, M., Brink, R., Chtanova, T. Microbe-dependent lymphatic migration of neutrophils modulates lymphocyte proliferation in lymph nodes. Nature Communications. 6, 7139 (2015).
  3. D’Alessio, S., et al. VEGF-C-dependent stimulation of lymphatic function ameliorates experimental inflammatory bowel disease. Journal of Clinical Investigation. 124 (9), 3863-3878 (2014).
  4. Debes, G. F., et al. Chemokine receptor CCR7 required for T lymphocyte exit from peripheral tissues. Nature Immunology. 6 (9), 889-894 (2005).
  5. Bromley, S. K., Yan, S., Tomura, M., Kanagawa, O., Luster, A. D. Recirculating memory T cells are a unique subset of CD4+ T cells with a distinct phenotype and migratory pattern. Journal of Immunology. 190 (3), 970-976 (2013).
  6. Tomura, M., et al. Activated regulatory T cells are the major T cell type emigrating from the skin during a cutaneous immune response in mice. Journal of Clinical Investigation. 120 (3), 883-893 (2010).
  7. Tomura, M., Itoh, K., Kanagawa, O. Naive CD4+ T lymphocytes circulate through lymphoid organs to interact with endogenous antigens and upregulate their function. Journal of Immunology. 184 (9), 4646-4653 (2010).
  8. Jennrich, S., Lee, M. H., Lynn, R. C., Dewberry, K., Debes, G. F. Tissue exit: a novel control point in the accumulation of antigen-specific CD8 T cells in the influenza a virus-infected lung. Journal of Virology. 86 (7), 3436-3445 (2012).
  9. Geherin, S. A., Wilson, R. P., Jennrich, S., Debes, G. F. CXCR4 is dispensable for T cell egress from chronically inflamed skin via the afferent lymph. PLoS One. 9 (4), e95626 (2014).
  10. Brown, M. N., et al. Chemoattractant receptors and lymphocyte egress from extralymphoid tissue: changing requirements during the course of inflammation. Journal of Immunology. 185 (8), 4873-4882 (2010).
  11. Bromley, S. K., Thomas, S. Y., Luster, A. D. Chemokine receptor CCR7 guides T cell exit from peripheral tissues and entry into afferent lymphatics. Nature Immunology. 6 (9), 895-901 (2005).
  12. Gomez, D., Diehl, M. C., Crosby, E. J., Weinkopff, T., Debes, G. F. Effector T Cell Egress via Afferent Lymph Modulates Local Tissue Inflammation. Journal of Immunology. 195 (8), 3531-3536 (2015).
  13. Ohl, L., et al. CCR7 governs skin dendritic cell migration under inflammatory and steady-state conditions. Immunity. 21 (2), 279-288 (2004).
  14. Kabashima, K., et al. CXCL12-CXCR4 engagement is required for migration of cutaneous dendritic cells. American Journal of Pathology. 171 (4), 1249-1257 (2007).
  15. Cyster, J. G., Schwab, S. R. Sphingosine-1-phosphate and lymphocyte egress from lymphoid organs. Annual Review of Immunology. 30, 69-94 (2012).
  16. Matloubian, M., et al. Lymphocyte egress from thymus and peripheral lymphoid organs is dependent on S1P receptor 1. Nature. 427 (6972), 355-360 (2004).
  17. Teijeira, A., Rouzaut, A., Melero, I. Initial afferent lymphatic vessels controlling outbound leukocyte traffic from skin to lymph nodes. Frontiers in Immunology. 4, 433 (2013).
  18. Hunter, M. C., Teijeira, A., Halin, C. T Cell Trafficking through Lymphatic Vessels. Frontiers in Immunology. 7, 613 (2016).
  19. Bujdoso, R., Hopkins, J., Dutia, B. M., Young, P., McConnell, I. Characterization of sheep afferent lymph dendritic cells and their role in antigen carriage. Journal of Experimental Medicine. 170 (4), 1285-1301 (1989).
  20. Young, A. J. The physiology of lymphocyte migration through the single lymph node in vivo. Seminars in Immunology. 11 (2), 73-83 (1999).
  21. Seabrook, T., et al. The traffic of resting lymphocytes through delayed hypersensitivity and chronic inflammatory lesions: a dynamic equilibrium. Seminars in Immunology. 11 (2), 115-123 (1999).
  22. Swartz, M. A., et al. Mechanics of interstitial-lymphatic fluid transport: theoretical foundation and experimental validation. Journal of Biomechanics. 32 (12), 1297-1307 (1999).
  23. Macatonia, S. E., Knight, S. C., Edwards, A. J., Griffiths, S., Fryer, P. Localization of antigen on lymph node dendritic cells after exposure to the contact sensitizer fluorescein isothiocyanate. Functional and morphological studies. Journal of Experimental Medicine. 166 (6), 1654-1667 (1987).
  24. Robbiani, D. F., et al. The leukotriene C(4) transporter MRP1 regulates CCL19 (MIP-3beta, ELC)-dependent mobilization of dendritic cells to lymph nodes. Cell. 103 (4), 757-768 (2000).
  25. Roberts, E. W., et al. Critical Role for CD103(+)/CD141(+) Dendritic Cells Bearing CCR7 for Tumor Antigen Trafficking and Priming of T Cell Immunity in Melanoma. Cancer Cell. 30 (2), 324-336 (2016).
  26. Forster, R., et al. CCR7 coordinates the primary immune response by establishing functional microenvironments in secondary lymphoid organs. Cell. 99 (1), 23-33 (1999).
  27. Johnson, L. A., Jackson, D. G. The chemokine CX3CL1 promotes trafficking of dendritic cells through inflamed lymphatics. Journal of Cell Science. 126, 5259-5270 (2013).
  28. Teijeira, A., et al. T Cell Migration from Inflamed Skin to Draining Lymph Nodes Requires Intralymphatic Crawling Supported by ICAM-1/LFA-1 Interactions. Cell Reports. 18 (4), 857-865 (2017).
  29. Kilarski, W. W., et al. Intravital immunofluorescence for visualizing the microcirculatory and immune microenvironments in the mouse ear dermis. PLoS One. 8 (2), e57135 (2013).
  30. Overstreet, M. G., et al. Inflammation-induced interstitial migration of effector CD4(+) T cells is dependent on integrin alphaV. Nature Immunology. 14 (9), 949-958 (2013).
  31. Russo, E., et al. Intralymphatic CCL21 Promotes Tissue Egress of Dendritic Cells through Afferent Lymphatic Vessels. Cell Reports. 14 (7), 1723-1734 (2016).
  32. Steven, P., Bock, F., Huttmann, G., Cursiefen, C. Intravital two-photon microscopy of immune cell dynamics in corneal lymphatic vessels. PLoS One. 6 (10), e26253 (2011).
  33. Tomura, M., et al. Monitoring cellular movement in vivo with photoconvertible fluorescence protein "Kaede" transgenic mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 105 (31), 10871-10876 (2008).
  34. Shand, F. H., et al. Tracking of intertissue migration reveals the origins of tumor-infiltrating monocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 111 (21), 7771-7776 (2014).
  35. Tomura, M., et al. Tracking and quantification of dendritic cell migration and antigen trafficking between the skin and lymph nodes. Scientific Reports. 4, 6030 (2014).
  36. Moran, A. E., et al. T cell receptor signal strength in Treg and iNKT cell development demonstrated by a novel fluorescent reporter mouse. Journal of Experimental Medicine. 208 (6), 1279-1289 (2011).
  37. Schmidt, T. H., Bannard, O., Gray, E. E., Cyster, J. G. CXCR4 promotes B cell egress from Peyer’s patches. Journal of Experimental Medicine. 210 (6), 1099-1107 (2013).
  38. Beura, L. K., et al. T Cells in Nonlymphoid Tissues Give Rise to Lymph-Node-Resident Memory T Cells. Immunity. 48 (2), 327-338 (2018).
  39. Torcellan, T., et al. In vivo photolabeling of tumor-infiltrating cells reveals highly regulated egress of T-cell subsets from tumors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 114 (22), 5677-5682 (2017).
  40. Khan, T. N., Mooster, J. L., Kilgore, A. M., Osborn, J. F., Nolz, J. C. Local antigen in nonlymphoid tissue promotes resident memory CD8+ T cell formation during viral infection. Journal of Experimental Medicine. 213 (6), 951-966 (2016).
  41. Loo, C. P., et al. Lymphatic Vessels Balance Viral Dissemination and Immune Activation following Cutaneous Viral Infection. Cell Reports. 20 (13), 3176-3187 (2017).
  42. Radu, M., Chernoff, J. An in vivo assay to test blood vessel permeability. Journal of Visualized Experiments. (73), e50062 (2013).
  43. Morton, A. M., et al. Endoscopic photoconversion reveals unexpectedly broad leukocyte trafficking to and from the gut. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 111 (18), 6696-6701 (2014).
  44. Meeth, K., Wang, J. X., Micevic, G., Damsky, W., Bosenberg, M. W. The YUMM lines: a series of congenic mouse melanoma cell lines with defined genetic alterations. Pigment Cell Melanoma Research. 29 (5), 590-597 (2016).
  45. Demkowicz, W. E., Littaua, R. A., Wang, J., Ennis, F. A. Human cytotoxic T-cell memory: long-lived responses to vaccinia virus. Journal of Virology. 70 (4), 2627-2631 (1996).
  46. Stewart, A. J., Devlin, P. M. The history of the smallpox vaccine. Journal of Infection. 52 (5), 329-334 (2006).
  47. Hammarlund, E., et al. Duration of antiviral immunity after smallpox vaccination. Nature Medicine. 9 (9), 1131-1137 (2003).
  48. Lund, A. W., et al. Lymphatic vessels regulate immune microenvironments in human and murine melanoma. Journal of Clinical Investigation. 126 (9), 3389-3402 (2016).
  49. Tomura, M., Kabashima, K. Analysis of cell movement between skin and other anatomical sites in vivo using photoconvertible fluorescent protein "Kaede"-transgenic mice. Methods in Molecular Biology. , 279-286 (2013).
  50. Bellingan, G. J., Caldwell, H., Howie, S. E., Dransfield, I., Haslett, C. In vivo fate of the inflammatory macrophage during the resolution of inflammation: inflammatory macrophages do not die locally, but emigrate to the draining lymph nodes. Journal of Immunology. 157 (6), 2577-2585 (1996).
  51. Gautier, E. L., Ivanov, S., Lesnik, P., Randolph, G. J. Local apoptosis mediates clearance of macrophages from resolving inflammation in mice. Blood. 122 (15), 2714-2722 (2013).
  52. Abadie, V., et al. Neutrophils rapidly migrate via lymphatics after Mycobacterium bovis BCG intradermal vaccination and shuttle live bacilli to the draining lymph nodes. Blood. 106 (5), 1843-1850 (2005).
  53. Beauvillain, C., et al. CCR7 is involved in the migration of neutrophils to lymph nodes. Blood. 117 (4), 1196-1204 (2011).
  54. Rigby, D. A., Ferguson, D. J., Johnson, L. A., Jackson, D. G. Neutrophils rapidly transit inflamed lymphatic vessel endothelium via integrin-dependent proteolysis and lipoxin-induced junctional retraction. Journal of Leukocyte Biology. 98 (6), 897-912 (2015).
  55. Hanahan, D., Coussens, L. M. Accessories to the crime: functions of cells recruited to the tumor microenvironment. Cancer Cell. 21 (3), 309-322 (2012).
  56. Binnewies, M., et al. Understanding the tumor immune microenvironment (TIME) for effective therapy. Nature Medicine. 24 (5), 541-550 (2018).

Tags

Leukocyte EgressLymphatic VesselsMurine SkinTumorsPhotoconversionIn VivoQuantitative AnalysisLeukocyte ResidenceExit DynamicsDisease StatesCutaneous TumorsInflammationKaede Transgenic MouseDibutyl PhthalateVaccinia InfectionLymph NodesCollagenase DDNaseCell Suspension
check_url/58704?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Steele, M. M., Churchill, M. J., Breazeale, A. P., Lane, R. S., Nelson, N. A., Lund, A. W. Quantifying Leukocyte Egress via Lymphatic Vessels from Murine Skin and Tumors. J. Vis. Exp. (143), e58704, doi:10.3791/58704 (2019).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image