Summary

Padronização tridimensional de biofilmes projetados com uma Bioimpressora do-it-yourself

Published: May 16, 2019
doi:

Summary

Este artigo descreve um método de transformar uma impressora 3D comercial de baixo custo em uma impressora 3D bacteriana que pode facilitar a impressão de biofilmes padronizados. Todos os aspectos necessários da preparação da bioimpressora e da biostinta são descritos, bem como métodos de verificação para avaliar a formação de biofilmes.

Abstract

Biofilmes são agregados de bactérias incorporadas em uma matriz extracelular autoproduzida espacialmente padronizada. As bactérias dentro de um biofilme desenvolvem a resistência antibiótica aumentada, que levanta perigos potenciais da saúde, mas podem igualmente ser benéficas para aplicações ambientais tais como a purificação da água bebendo. O desenvolvimento de terapias antibacterianas e aplicações inspiradas no biofilme exigirá o desenvolvimento de métodos reprodutíveis e engeneráveis para a criação de biofilme. Recentemente, um novo método de preparação de biofilme usando uma impressora tridimensional modificada (3D) com uma tinta bacteriana foi desenvolvido. Este artigo descreve as etapas necessárias para criar essa bioimpressora 3D eficiente e de baixo custo que oferece várias aplicações em processamento de materiais induzido por bacterialmente. O protocolo começa com uma impressora 3D comercial adaptada em que a extrusora foi substituída por um dispensador de bio-tinta conectado a um sistema de bomba de seringa que permite um fluxo controlável e contínuo de biotinta. Para desenvolver uma bio-tinta apropriada para a impressão do biofilme, as bactérias projetadas de Escherichia coli foram suspendidas em uma solução do alginate, de modo que solidificar no contato com uma superfície que contem o cálcio. A inclusão de um indutor químico dentro do substrato de impressão impulsiona a expressão de proteínas de biofilme dentro da biotinta impressa. Este método permite a impressão 3D de vários padrões espaciais compostos de camadas discretas de biofilmes impressos. Tais biofilmes espacialmente controlados podem servir como sistemas modelo e podem encontrar aplicações em vários campos que têm um amplo impacto na sociedade, incluindo a prevenção de resistência a antibióticos ou a purificação de água potável, entre outros.

Introduction

Atualmente, há uma necessidade crescente de desenvolver soluções sustentáveis e ambientalmente amigáveis para a produção de materiais com padrões espaciais, devido ao número crescente de mercados para esses materiais1. Este artigo apresenta um método simples e econômico para a produção de tais materiais e, portanto, oferece um grande espectro de aplicações futuras. O método apresentado aqui permite a impressão tridimensional (3D) de estruturas espacialmente padronizadas usando uma bio-tinta contendo bactérias vivas. As bactérias permanecem viáveis dentro das estruturas impressas por mais de uma semana, permitindo que as bactérias realizem atividades metabólicas naturais ou projetadas. As bactérias impressas podem, assim, produzir e depositar os componentes desejados dentro da estrutura impressa, por exemplo, criando um biofilme funcional reticulado2.

Os métodos tradicionais para a produção de materiais avançados envolvem gastos de alta energia (por exemplo, altas temperaturas e/ou pressões) e podem produzir grandes quantidades de resíduos químicos, muitas vezes substâncias tóxicas que necessitam de custo-utilização extensiva3 ,4. Em contraste, várias espécies bacterianas são capazes de produzir materiais que podem ser prontamente aplicáveis em várias indústrias. Estes materiais incluem polímeros como polihidroxialcananoatos (PHA)5 ou poli (glycolide-co-lactide) (pgla)6, celulose bacteriana7, materiais concretos bacterianos8, compósitos Biomiméticos9, adesivos baseados em amiloide10, ou interruptores elétricos baseados em bio11, entre outros. Além disso, a produção bacteriana de materiais valiosos ocorre tipicamente em temperaturas e pressões Near-Ambient e em ambientes aquosos, sem exigir ou produzir compostos tóxicos. Enquanto a produção de materiais com bactérias tem sido demonstrada na literatura e algumas aplicações industriais já surgiram12,13, um método confiável para padronização espacial de tais materiais continua a ser um desafio.

Este artigo demonstra um método direto para converter uma impressora 3D comercial de baixo custo em uma impressora bacteriana 3D. O protocolo mostra como preparar uma bio-tinta contendo e sustentar as bactérias vivas, bem como a forma de preparar substratos para o qual a impressão 3D pode ser realizada. Este método é apropriado usar-se com uma variedade de tensões bacterianas naturais e projetadas capazes de produzir materiais. Essas bactérias podem ser distribuídas espacialmente dentro de uma estrutura impressa em 3D e ainda continuar sua atividade metabólica, o que resultará em uma distribuição espacial dos materiais desejados produzidos pelas bactérias.

Este método de impressão permite a fabricação aditiva de biofilmes, agregados de bactérias cercadas por uma matriz extracelular autoproduzida. Os biofilmes são redes 3D heterogêneas nas quais proteínas, polímeros, células bacterianas, oxigênio e nutrientes são todos espacialmente estruturados14. Enquanto na forma de um biofilme, as bactérias exibem um aumento da resistência aos antibióticos e robustez estrutural, tornando-os difíceis de erradicar a partir de superfícies, incluindo cateteres médicos e implantes. A chave para as propriedades de biofilme, e também o maior desafio para a pesquisa de biofilme, parece ser a heterogeneidade dos biocombustíveis15,16,17. A produção de biofilmes modelo espacialmente controlados é de interesse especial, pois permitiria reproduzir ou ajustar os padrões espaciais dos componentes do biofilme, auxiliando na compreensão da deposição estável de Biofilo em praticamente qualquer superfície em Natureza.

Este artigo apresenta um método para a produção de biofilmes utilizando hidrogéis impressos em 3D contendo bactérias de E. coli projetadas que produzem proteínas de biofilme na presença de um indutor, bem como métodos de verificação da formação de biofilme2 . Os principais componentes da matriz extracelular desses biofilmes são as fibras amilóides de cabelo18 que contêm proteínas csga automontadas. Quando as bactérias projetadas de E. coli são induzidas para expressar proteínas de csga, formam um biofilme modelo estável que proteja as pilhas de encontro a ser lavado fora da superfície de impressão. Tal biofilme impresso em 3D pode ser controlado espacialmente e pode servir como uma ferramenta de pesquisa útil para a investigação da mecânica de função de estrutura de biofilme multiescala ou chamado19. Esses biofilmes medida auxiliarão na compreensão dos princípios da formação de biofilme e suas propriedades mecânicas, possibilitando mais pesquisas sobre os mecanismos de resistência aos antibióticos entre outras aplicações.

Protocol

1. conversão de uma impressora 3D comercial em um bioimpressora 3D Retire a extrusora e o aquecedor de uma impressora 3D comercial (tabela de materiais) do quadro da impressora e desconecte a fiação controlando esses elementos da placa de circuito principal (Figura 1a). Uma vez que o sensor que controla a temperatura operacional da impressora precisa ser funcional para se comunicar com o software da impressora, retire do software de impressão o algoritmo que at…

Representative Results

O primeiro passo para a impressão 3D bem-sucedida de biofilmes é converter uma impressora 3D comercial em uma bioimpressora. Esta conversão é conseguida removendo o extrusor e o calefator da impressora, projetados imprimindo com uma tinta poliméricos, e substituindo estes com os componentes apropriados para a impressão bio-tinta que contem as bactérias vivas (Figura 1a). A extrusora é substituída por uma ponta de pipeta (ou pontas, se múltiplas BIOT…

Discussion

O protocolo apresentado aqui para a impressão 3D de biofilmes projetados tem duas etapas críticas. Primeiro é a preparação da superfície de impressão em ágar, que é o fator mais crítico para a produção de uma resolução de impressão específica. É importante garantir que a superfície de impressão é plana e que a ponta da pipeta na cabeça de cabeça é posicionada na altura correta da superfície. Se a superfície não for plana, a distância de trabalho mudará durante o processo de impressão. Se a di…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabalho foi apoiado por uma subvenção AOARD (no. FA2386-18-1-4059), a organização neerlandesa de investigação científica (NWO/OCW) como parte do programa fronteiras de Nanoscience, e o programa de materiais avançados NWO-NSFC (no. 729.001.016). Os autores reconhecem a assistência laboratorial de Ramon Van der Valk e Roland Kieffer.

Materials

3D printer CoLiDo 3D-P Kit
3D printing software CoLiDo Print-Rite ColiDo Repetier-Host v2.0.1
Agar Sigma-Aldrich 05040
CaCl2 dihydrate Sigma-Aldrich C7902
Centrifuge Eppendorf 5810 R
Chloramphenicol Sigma-Aldrich 3886.1
LB broth powder Sigma-Aldrich L3022
Orbital shaker VWR 89032-092 Model 3500
Petri dish VWR 25384-326 150 x 15 mm
Rhamnose Sigma-Aldrich 83650
Silicon tubing VWR  DENE 3100103/25
Syringe pump ProSense B.V.  NE-300
Sodium alginate Sigma-Aldrich W201502
Sodium citrate monobasic Sigma-Aldrich 71498
Sodium hydrooxide VWR 28244.295

References

  1. Tibbitt, M. W., Rodell, C. B., Burdick, J. A., Anseth, K. S. Progress in material design for biomedical applications. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (47), 14444-14451 (2015).
  2. Schmieden, D. T., et al. Printing of Patterned, Engineered E. coli Biofilms with a Low-Cost 3D Printer. ACS Synthetic Biology. 7 (5), 1328-1337 (2018).
  3. Mao, L. B., et al. Synthetic nacre by predesigned matrix-directed mineralization. Science. 354 (6308), 107-110 (2016).
  4. Gao, H. L., et al. Mass production of bulk artificial nacre with excellent mechanical properties. Nature Communications. 8 (1), 287 (2017).
  5. Poirier, Y., Nawrath, C., Somerville, C. Production of Polyhydroxyalkanoates, a Family of Biodegradable Plastics and Elastomers, in Bacteria and Plants. Nature Biotechnology. 13, 142-150 (1995).
  6. Choi, S. Y., et al. One-step fermentative production of poly(lactate-co-glycolate) from carbohydrates in Escherichia coli. Nature Biotechnology. 34 (4), 435-440 (2016).
  7. Mohammadi, P., Toivonen, M. S., Ikkala, O., Wagermaier, W., Linder, M. B. Aligning cellulose nanofibril dispersions for tougher fibers. Scientific Reports. 7 (1), 11860 (2017).
  8. Jonkers, H. M. Bacteria-based self-healing concrete. Heron. 56 (1/2), (2011).
  9. Schmieden, D. T., Meyer, A. S., Aubin-Tam, M. E. Using bacteria to make improved, nacre-inspired materials. MRS Advances. 1 (8), 559-564 (2016).
  10. Zhong, C., et al. Strong underwater adhesives made by self-assembling multi-protein nanofibres. Nature Nanotechnology. 9 (10), 858-866 (2014).
  11. Chen, A. Y., et al. Synthesis and patterning of tunable multiscale materials with engineered cells. Nature Materials. 13 (5), 515-523 (2014).
  12. Gatenholm, P., Klemm, D. Bacterial Nanocellulose as a Renewable Material for Biomedical Applications. MRS Bulletin. 35, 208-213 (2010).
  13. Rodriguez-Carmona, E., Villaverde, A. Nanostructured bacterial materials for innovative medicines. Trends in Microbiology. 18 (9), 423-430 (2010).
  14. Hung, C., et al. Escherichia coli biofilms have an organized and complex extracellular matrix structure. MBio. 4 (5), (2013).
  15. Donlan, R. M., Costerton, J. W. Biofilms: Survival Mechanisms of Clinically Relevant Microorganisms. Clinical Microbiology Reviews. 15 (2), 167-193 (2002).
  16. Wu, H., Moser, C., Wang, H. Z., Hoiby, N., Song, Z. J. Strategies for combating bacterial biofilm infections. International Journal of Oral Science. 7 (1), 1-7 (2015).
  17. Stewart, P. S., Franklin, M. J. Physiological heterogeneity in biofilms. Nature Reviews Microbiology. 6 (3), 199-210 (2008).
  18. Kikuchi, T., Mizunoe, Y., Takade, A., Naito, S., Yoshida, S. Curli Fibers Are Required for Development of Biofilm Architecture in Escherichia coli K-12 and Enhance Bacterial Adherence to Human Uroepithelial Cells. Microbiology and Immunology. 49 (9), 875-884 (2005).
  19. Cranford, S., Buehler, M. J. Materiomics: biological protein materials, from nano to macro. Nanotechnology, Science and Applications. 3, 127-148 (2010).
  20. Lehner, B. A. E., Schmieden, D. T., Meyer, A. S. A Straightforward Approach for 3D Bacterial Printing. ACS Synthetic Biology. 6 (7), 1124-1130 (2017).
  21. Wang, X., Smith, D. R., Jones, J. W., Chapman, M. R. In vitro polymerization of a functional Escherichia coli amyloid protein. Journal of Biological Chemistry. 282 (6), 3713-3719 (2007).
  22. Hammar, M., Bian, Z., Normark, S. Nucleator-dependent intercellular assembly of adhesive curli organelles in Escherichia coli. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (13), 6562-6566 (1996).
  23. Huang, Y. J., Xia, A. G., Yang, G., Jin, F. Bioprinting Living Biofilms through Optogenetic Manipulation. ACS Synthetic Biology. 7 (5), 1195-1200 (2018).
  24. Jin, X. F., Riedel-Kruse, I. H. Biofilm Lithography enables high-resolution cell patterning via optogenetic adhesin expression. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (14), 3698-3703 (2018).
  25. Stewart, P. S., Franklin, M. J. Physiological heterogeneity in biofilms. Nature Reviews Microbiology. 6 (3), 199-210 (2008).
  26. Percival, S. L., Suleman, L., Vuotto, C., Donelli, G. Healthcare-associated infections, medical devices and biofilms: risk, tolerance and control. Journal of Medical Microbiology. 64, 323-334 (2015).
check_url/59477?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Spiesz, E. M., Yu, K., Lehner, B. A., Schmieden, D. T., Aubin-Tam, M., Meyer, A. S. Three-dimensional Patterning of Engineered Biofilms with a Do-it-yourself Bioprinter. J. Vis. Exp. (147), e59477, doi:10.3791/59477 (2019).

View Video