Summary

Yüksek İşlem Likör Sıralaması Için Gram-Negatif Bakterilerde Transposon Ekleme Kitaplıkları Oluşturma

Published: July 07, 2020
doi:

Summary

Gram-negatif bakterilerde doymak üzere transpozon mutant kütüphaneleri oluşturmak ve daha sonra yüksek işlemli sıralama için DNA amplicon kütüphanelerinin hazırlanmasını tanımlayan bir yöntem. Örnek olarak, biz ESKAPE patojen, Acinetobacter baumanniiodaklanmak , ama bu protokol Gram-negatif organizmaların geniş bir yelpazede için münasip olduğunu.

Abstract

Transposon sıralama (Tn-seq) çevre koşulları geniş bir yelpazede bakteriyel fitness katkıda genler ve yollar belirlemek için transposon mutagenez ve büyük paralel sıralama birleştiren güçlü bir yöntemdir. Tn-seq uygulamaları geniştir ve sadece bir organizma düzeyinde değil, aynı zamanda nüfus, toplum ve sistem düzeylerinde genotip-fenotip ilişkilerinin incelenmesini sağlamıştır. Gram-negatif bakteriler yüksek antimikrobiyal direnç fenotipler ile ilişkilidir, hangi antibiyotik tedavi yetmezliği olayları artmıştır. Antimikrobiyal direnç aksi takdirde öldürücü antibiyotik varlığında bakteriyel büyüme olarak tanımlanır. “Son hat” antimikrobiyal kolistin Gram-negatif bakteriyel enfeksiyonların tedavisinde kullanılır. Ancak, Acinetobacter baumannii de dahil olmak üzere çeşitli Gram-negatif patojenler, moleküler mekanizmalar bir dizi kolistin direnci gelişebilir, bazıları Tn-seq kullanılarak karakterize edildi. Ayrıca kolistin direncini düzenleyen sinyal iletim yolları Gram-negatif bakteriler içinde farklılık gösterir. Burada, restriksiyon enzimleri, adaptör ligasyonu ve jel saflaştırma ihtiyacını ortadan kaldırarak doygun bir transposon ekleme kütüphanesi ve amplicon kütüphane inşaatı nın neslini kolaylaştıran A. baumannii’de transpozon mutagenezinin etkili bir yöntemini öneriyoruz. Burada açıklanan yöntemler, kolistin ile meydan okunduğunda A. baumannii fitness katkıda moleküler determinantların derinlemesine analizini sağlayacaktır. Protokol aynı zamanda diğer Gram-negatif ESKAPE patojenleri için de geçerlidir, hangi öncelikle ilaca dirençli hastane kaynaklı enfeksiyonlar ileilişkilidir.

Introduction

Antibiyotiklerin keşfi şüphesiz20. Sadece antibiyotikler hızlı ciddi bakteriyel enfeksiyonları çözmek yok, onlar da modern tıpta önemli bir rol oynamaktadır. Büyük ameliyatlar, nakiller ve yenidoğan tıbbı ve kemoterapi gelişmeler hastaları hayatı tehdit eden enfeksiyonlara duyarlı bırakın ve bu tedaviler antibiyotik olmadan mümkün olmaz1,2. Ancak, hızlı gelişimi ve insan patojenler arasında antibiyotik direncinin yayılması önemli ölçüde antibiyotik lerin tüm klinik açıdan önemli sınıfların etkinliğini azaltmıştır3. Bir zamanlar kolayca antibiyotik tedavisi ile temizlendi birçok bakteriyel enfeksiyonlar, artık klasik tedavi protokolleri yanıt, küresel halk sağlığı için ciddi bir tehdit neden1. Antimikrobiyal direnç (AMR) bakteri hücrelerinin antibiyotik aksi takdirde ölümcül konsantrasyonlarda büyümek nerede, ne olursa olsun tedavi süresi4,5. Alternatif antimikrobiyal gelişime rehberlik edecek olan AMR’yi düzenleyen moleküler ve biyokimyasal faktörleri anlamak için acil bir ihtiyaç vardır. Özellikle, ESKAPE patojenleri klinik ortamlarda sorunlu ve geniş AMR ile ilişkilidir. Bunlar arasında Enterococcus faecium, Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa ve Enterobacter spp sayılabilir. ESKAPE patojenlerinde çeşitli mekanizmalar AMR’ye katkıda bulunurken, son dört organizma Gram-negatiftir.

Gram-negatif bakteriler, onları olumsuz çevre koşullarından koruyan tanımlayıcı bir dış zar ı bir araya toplarlar. Dış membran hücreiçine antibiyotik gibi toksik moleküllerin girişini kısıtlamak için bir geçirgenlik bariyeri olarak hizmet vermektedir. Diğer biyolojik zarların aksine dış zar asimetriktir. Dış broşür yüzeye maruz lipopolisakkarit ile zenginleştirilmiştir, iç broşür fosfolipidler karışımı ise6. Lipopolisakkarit molekülleri, lipid çift katmanlı7’niniçine gömülü korunmuş bir lipid a moiety ile dış zara demirlenir. Kanonik lipid Escherichia coli lipopolysaccharide bir etki alanı en Gram-negatif bakterilerin büyümesi için gereklidir ve Gram-negatif organizmaların en temel ve korunmuş yollarından biri olan dokuz adımlı enzimatik yol ile sentezlenir6,7,8.

Polimiksinler, lipid A etki alanını, dış zarı perturb ve hücre yiyiştirmek için hedef katyonik antimikrobiyal peptidlerdir. Poliksinlerin pozitif yüklü kalıntılar ve negatif yüklü lipid A fosfat grupları arasındaki elektrostatik etkileşim sonuçta hücre ölümüne yol açan bakteri hücre zarını bozabilir9,10,11,,12,13. Kolistin (polimiksin E) acinetobacter baumannii14,,15,16gibi çok ilaca dirençli Gram-negatif nosokomiyal patojenlerin neden olduğu enfeksiyonların tedavisinde kullanılan son çare bir antimikrobiyaldir. İlk keşfedilen 1947, polimiksinler toprak bakterileri tarafından üretilmektedir, Paenibacillus polymyxa17,18,19. Polimaksisinler, klinik kullanımları önemli nefro- ve nörotoksisite raporları nedeniyle sınırlı önce yıllarca Gram-negatif enfeksiyonları tedavi etmek için reçete edildi20,21.

A. baumannii son yıllarda hasta sonuçlarının morbidite ve mortalitesini önemli ölçüde artıran nosokomiyal Gram-negatif patojendir22. Ne bir zamanlar düşük tehdit patojen olarak kabul edildi, şimdi amr ve salgın yüksek risk elde etmek için inanılmaz yeteneği nedeniyle dünya çapında hastane kaynaklı enfeksiyon için önemli bir risk teşkil23,24. A. baumannii Amerika Birleşik Devletleri’nde nosokomiyal enfeksiyonların% 10’dan fazla hesapları. Hastalık pnömoni, bakteriyemi, idrar yolu enfeksiyonları, deri ve yumuşak doku enfeksiyonları, menenjit ve endokardit25olarak kendini gösterir. A. baumannii enfeksiyonları için tedavi seçenekleri β-laktamlar, florokinolonlar, tetrasiklin ve aminoglikozitler 23 dahil olmak üzere hemen hemen tüm antibiyotik sınıflarına karşı direnç nedeniyle azalmıştır ,,24.23 Çoklu ilaca dirençli, yaygın ilaca dirençli ve pan-ilaca dirençli A. baumannii izole prevalansı kolistin tedavisinde bir canlanma yol açmıştır, hangi hala çok ilaca dirençli A. baumanniikarşı etkili kalan birkaç tedavi seçeneklerinden biri olduğu düşünülmektedir . Ancak, A. baumannii izole arasında artan kolistin direnci daha da,küresel halk sağlığı10,11,12,,13,27,30,31için tehdit güçlendirdi .

Transposon sıralama (Tn-seq) gibi yüksek iş letme teknolojisindeki son gelişmeler, in vitro ve in vivobakteriyel fitness anlayışımızı ilerletmek için önemli araçlar sağlamıştır. Tn-seq bakterilerde genotip-fenotip etkileşimleri çalışma için kaldıraçlı olabilir güçlü bir araçtır. Tn-seq bakteriyel patojenler arasında geniş uygulanabilir, bu hızla ekleme siteleri harita için büyük paralel sıralama ile geleneksel transposon mutagenezi birleştirir, hangi bir genom çapında ölçekte henotypic varyantları DNA mutasyonları bağlamak için kullanılabilir32,33,34,35. Transpozon mutagenez yöntemleri daha önce tanımlanmış olsa da, genel adımlar benzer33. İlk olarak, bir ekleme kitaplığı transposon mutagenez kullanılarak oluşturulur, burada bir popülasyon içindeki her bakteri hücresi genomik DNA (gDNA) içinde tek bir transpozon ekleme ile sınırlıdır. Mutagenezi takiben, bireysel mutantlar bir araya gelir. gDNA ekleme mutant havuzundan çıkarılır ve transposon kavşakları yükseltilir ve yüksek işlem lisekite tabi tutulur. Okumalar, genoma eşlenen ekleme sitelerini temsil eder. Fitness azaltmak Transposon eklemeler hızla nüfus tan dışarı düşmek, yararlı eklemeler zenginleştirilmiş ise. Tn-seq genlerin stres33bakteriyel fitness nasıl etkilediğini anlayışımızı ilerletmek için etkili olmuştur.

PJNW684 kodlu Himar1 mariner transposon sistemi özel olarak inşa edilmiş ve transposon mutagenezi amacıyla optimize edilmiştir. A. baumannii’de transposon ekleme mutantlarının seçiminde kullanılan kanamisin direnci genini çevreleyen bir denizci-aile transposon içerir. Ayrıca transposaz kodlama geni36ekspresyonu sürücüler bir A. baumannii özel organizatörü kodlar. Marinertabanlı transposon da ekleme37okuma yoluyla engeller kanamisin direnç geni, iki çeviri terminatörleri içerir. pJNW684 ayrıca38’içoğaltmak için donör ünyatının katkıda bulunduğu λpir geni gerektiren bir RP4/oriT/oriR6K-koşullu çoğaltma kaynağı taşır. λpir geninin yokluğunda, transpozisyon mekanizmasını taşıyan pJNW684 vektörü A. baumannii alıcı suşu10,36,38’deçoğalamaz. Bu nedenle, bakteriyel konjugasyon sırasında, sadece transposon transposaz geni taşıyan plazmid, arka plan ekleme olmadan alıcı genom içine yerleştirilir. Bu önemli, çünkü transpozaz aktivitesinin ve plazmidin kaybı, transpozonun alıcı genoma girdikten sonra farklı konumlara taşınmasını engelleyen tek ve kararlı transpozisyon olayıyla sonuçlanır.

pJNW648 de başka bir Gram-negatif organizma, E. coliaktivite için test edilmiştir. E. coli suş W3110 bir doymak Tn-seq kütüphane başarılı montaj sistemin enterobacteriaceae dahil patojenler geniş bir yelpazede mutagenez gerçekleştirmek için münasip olduğunu belirtti. Ayrıca, transposaz ekspresyonu yönlendiren A. baumannii özel organizatörü hızla türe özgü bir promotör ile değiştirilebilir. Son olarak, kanamisin direnç geni, çalışılan organizmanın AMR fenotipine bağlı olarak diğer direnç kasetleri ile değiştirilebilir.

A. baumannii kolistin direncine katkıda bulunan bir faktör yetersiz dozların uygulanmasıdır, bakterilerin öldürücü olmayan seviyelerde seçici basınca maruz kaldığı39. Çeşitli raporlar subinhibitory antimikrobiyal konsantrasyonları tüm bakteri popülasyonunun duyarlılığını azaltmak için hücre fizyolojisi değiştirmek düzenlenmiş yanıtları neden olabilir gösterdi11,12,30,31. Tn-seq kullanarak, a. baumannii zorlanma ATCC 17978’de kolistin direncini düzenleyen10 faktörler keşfettik. Bu örnekte, 40,40,41, 41,mariner tabanlı transposon ailesi kullanılarak doymuş transposon mutant kütüphanesinin inşası ve zenginleşmesini kolaylaştıran bir Tn-seq yöntemi ayrıntıları. Birkaç Tn-seq protokolleri oluşturmak iken 20,000 – 100,000 mutantlar35,42,43,44,45,46, burada açıklanan protokol hızla 400.000 + mutantlar bir transposon kütüphane oluşturabilir, kabaca Bir transposon ekleme her 10-baz çiftleri eşittir.10 Ayrıca, kitaplık boyutu önemli bir ek çaba olmadan ölçeklendirilebilir. Bu yöntem aynı zamanda son kütüphane çeşitliliğini azaltabilen kısıtlama endonükleazları, bağdaştırıcı ligasyonu ve jel arınması gereksinimini de ortadan kaldırır.

Protocol

1. Bakteriyel suş hazırlığı Çizgi “donör” suşu(E. coli MFD DAP-/pJNW684, Tablo Malzemeler) Luria-Bertani agar üzerinde izole koloniler için 600 μM diaminopimelik asit ile takviye (DAP), 100 mg / L ampisilin ve kanamisin 25 mg / L. Bir gecede 37 °C’de kuluçkaya yatırın. Tek bir izole koloni kullanarak, 600 μM DAP, 100 mg/L ampisilin ve 25 mg/L kanamisin içeren 50 mL Luria suyu (LB) 250 mL Erlenmeyer şişesinde inoküle edin ve “donör” olarak etiketlendi.</…

Representative Results

Özetlenen yöntemler E. coli MFD DAP kullanarak bakteriyel konjugasyon yoluyla A. baumannii suşu ATCC 17978 bir yüksek yoğunluklu transposon kütüphane nin nesil açıklar-plazmid pJNW684 çoğaltır (Şekil 4B). Ayrıntılı protokol, pJNW684’ün E. coli λpir+ donör süzmesinden A. baumannii alıcıya transferi için iki ebeveynli bakteriyel konjugasyon unu kullanır. Bu yoğun transpozon mutant kütüphaneleri oluşturmak içi…

Discussion

A. baumannii kolistin,10 ,11,12,2310,,24,30,31gibi “son satır” terapötikkarşı AMR hızlı edinimi nedeniyle küresel halk sağlığı için ortaya çıkan birtehdittir. Son yıllarda, Tn-seq çok sayıda bakteri türleri arasında genotip-fenotip etkileşimleri açıklığa kavu…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Bu çalışma Ulusal Sağlık Enstitüsü’nün (Grant AI146829 to J.M.B.) finansmanı ile desteklenmiş ve minnetle kabul edilmiştir.

Materials

10 mM ddCTP, 2’,3’-Dideoxycytidine-5’-Triphosphate Affymetrix 77112
100 mM dCTP 2’-Deoxycytidine-5’-Triphosphate Invitrogen 10217-016
100bp DNA Ladder Molecular Weight Marker Promega PR-G2101
100mm x 15mm Petri Dishes Corning 351029
150mm x 15mm Petri Dishes Corning 351058
1X B&W N/A N/A Dilute 2X B&W by half to get 1X B&W.
2,6-Diaminopimelic acid Alfa Aesar B2239103 used at 600 µM
2X B&W N/A N/A Add 2 M NaCl, 10 mM Tris-HCl, 1 mM EDTA (pH 7.5) in water. Used with Streptavidin beads. Solutions keep at room temperature.
50mL Conical Sterile Polypropylene Centrifuge Tubes Fisher Scientific 12-565-271
9.5 mM dCTP/0.5 mM ddCTP N/A N/A 9.5 ml 100 mM dCTP; 5 ml 10 mM ddCTP; 85.5 ml water. Store at -20°C.
AccuPrimeTM Pfx DNA Polymerase Invitrogen 12344
Acinetobacter baumannii ATCC 17978 ATCC N/A AmpS, KanS
Ampicillin (100 mg/L) Fisher Scientific BP1760 used at 100 mg/L
AMPure XP PCR purification system BECKMAN COULTER A63881
BioAnalyzer Agilent G2939B
Bioanalyzer High Sensitivity DNA Analysis Agilent 5067-4626
Deoxynucleotide Solution Mix (dNTP) New England Biolabs (NEB) N0447L
DynaMag-2 Magnetic rack Invitrogen 12321D
E.coli MFD Dap- N/A N/A DAP Auxotroph, requires 600 mM exogenously added DAP to grow. Contains RP4 machinery for plasmid transfer. Carrier for JNW68 (36).
Ethanol Fisher Scientific A4094
Externally Threaded Cryogenic Vials Corning 09-761-71
Glass beads Corning 72684
Glycerol Fisher Scientific G33
Inoculating loops Fisher Scientific 22-363-602 Scraping tool
Kanamycin Fisher Scientific BP906 used at 25 mg/L
LB agar, Miller Fisher Scientific BP1425
LB broth, Miller Fisher Scientific BP1426
LoTE N/A N/A Add 3 mM Tris-HCl, 0.2 mM EDTA (pH 7.5) in water. Used with Streptavidin beads. Solutions keep at room temperature.
Lysis buffer N/A N/A 9.34 mL TE buffer; 600 ml of 10% SDS; 60 ml of proteinase K (20 mg/mL)
Phenol/Chloroform/Isoamyl Alcohol (25:24:1 Mixture, pH 6.7/8.0, Liq.) Fisher Scientific BP1752I
Phosphate Buffered Saline, 10X Solution Fisher Scientific BP39920 Diluted to 1X
Qubit 4 Fluorometer Thermo Fisher Q33238
Qubit Assay Tubes Thermo Fisher Q32856
Qubit dsDNA HS Assay Kit Thermo Fisher Q32851
Sonicator with refridgerated waterbath Qsonica Sonicators Q2000FCE
Streptavidin Magnetic Beads New England Biolabs (NEB) S1420S
TE buffer N/A N/A 10 mM Tris-HCl (pH 8.0); 1 mM EDTA (pH 8.0)
Terminal Deoxynucleotidyl Transferase (rTdt) Promega PR-M1875

References

  1. Gould, I. M., Bal, A. M. New antibiotic agents in the pipeline and how they can help overcome microbial resistance. Virulence. 4 (2), 185-191 (2013).
  2. Holzheimer, R. G. Antibiotic induced endotoxin release and clinical sepsis: a review. Journal of Chemotherapy. 13 (1), 159-172 (2001).
  3. Centers for Disease Control and Prevention (U.S.). Antibiotic resistance threats in the United States, 2019. Centers for Disease Control and Prevention (U.S.). , (2019).
  4. Scholar, E. M., Pratt, W. B. . The antimicrobial drugs. , (2000).
  5. Brauner, A., Fridman, O., Gefen, O., Balaban, N. Q. Distinguishing between resistance, tolerance and persistence to antibiotic treatment. Nature Reviews Microbiology. 14 (5), 320-330 (2016).
  6. Henderson, J. C., et al. The Power of Asymmetry: Architecture and Assembly of the Gram-Negative Outer Membrane Lipid Bilayer. Annual Review of Microbiology. 70, 255-278 (2016).
  7. Whitfield, C., Trent, M. S. Biosynthesis and export of bacterial lipopolysaccharides. Annual Review of Biochemistry. 83, 99-128 (2014).
  8. Raetz, C. R. H., Whitfield, C. Lipopolysaccharide Endotoxins. Annual Review of Biochemistry. 71 (1), 635-700 (2002).
  9. Kang, K. N., et al. Colistin heteroresistance in Enterobacter cloacae is regulated by PhoPQ-dependent 4-amino-4-deoxy- L -arabinose addition to lipid A. Molecular Microbiology. 111 (6), 1604-1616 (2019).
  10. Boll, J. M., et al. A penicillin-binding protein inhibits selection of colistin-resistant, lipooligosaccharide-deficient Acinetobacter baumannii. Proceedings of the National Academy of Sciences. 113 (41), 6228-6237 (2016).
  11. Boll, J. M., et al. Reinforcing Lipid A Acylation on the Cell Surface of Acinetobacter baumannii Promotes Cationic Antimicrobial Peptide Resistance and Desiccation Survival. mBio. 6 (3), 00478 (2015).
  12. Arroyo, L. A., et al. The pmrCAB operon mediates polymyxin resistance in Acinetobacter baumannii ATCC 17978 and clinical isolates through phosphoethanolamine modification of lipid A. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 55 (8), 3743-3751 (2011).
  13. Harris, T. L., et al. Small molecule downregulation of PmrAB reverses lipid A modification and breaks colistin resistance. ACS Chemical Biology. 9 (1), 122-127 (2014).
  14. Vaara, M. Agents that increase the permeability of the outer membrane. Microbiological Reviews. 56 (3), 395-411 (1992).
  15. Vaara, M. Polymyxins and their novel derivatives. Current Opinion in Microbiology. 13 (5), 574-581 (2010).
  16. Kassamali, Z., Rotschafer, J. C., Jones, R. N., Prince, R. A., Danziger, L. H. Polymyxins: wisdom does not always come with age. Clinical Infectious Diseases: An Official publication of the Infectious Diseases Society of America. 57 (6), 877-883 (2013).
  17. Ainsworth, G. C., Brown, A. M., Brownlee, G. Aerosporin, an antibiotic produced by Bacillus aerosporus Greer. Nature. 159 (4060), 263 (1947).
  18. Benedict, R. G., Langlykke, A. F. Antibiotic activity of Bacillus polymyxa. Journal of Bacteriology. 54 (1), 24 (1947).
  19. Stansly, P. G., Shepherd, R. G., White, H. J. Polymyxin: a new chemotherapeutic agent. Bulletin of the Johns Hopkins Hospital. 81 (1), 43-54 (1947).
  20. Hermsen, E. D., Sullivan, C. J., Rotschafer, J. C. Polymyxins: pharmacology, pharmacokinetics, pharmacodynamics, and clinical applications. Infectious Disease Clinics of North America. 17 (3), 545-562 (2003).
  21. Pedersen, M. F., Pedersen, J. F., Adsen, P. O. A clinical and experimental comparative study of sodium colistimethate and polymyxin B sulfate. Investigative Urology. 9 (3), 234-237 (1971).
  22. Falagas, M. E., Bliziotis, I. A. Pandrug-resistant Gram-negative bacteria: the dawn of the post-antibiotic era. International Journal of Antimicrobial Agents. 29 (6), 630-636 (2007).
  23. Peleg, A. Y., Seifert, H., Paterson, D. L. Acinetobacter baumannii: Emergence of a Successful Pathogen. Clinical Microbiology Reviews. 21 (3), 538-582 (2008).
  24. Beceiro, A., Tomás, M., Bou, G. Antimicrobial resistance and virulence: a successful or deleterious association in the bacterial world. Clinical Microbiology Reviews. 26 (2), 185-230 (2013).
  25. Eliopoulos, G. M., Maragakis, L. L., Perl, T. M. Acinetobacter baumannii: Epidemiology, Antimicrobial Resistance, and Treatment Options. Clinical Infectious Diseases. 46 (8), 1254-1263 (2008).
  26. Lee, A., Nolan, A., Watson, J., Tristem, M. Identification of an ancient endogenous retrovirus, predating the divergence of the placental mammals. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 368 (1626), 20120503 (2013).
  27. Moffatt, J. H., et al. Colistin Resistance in Acinetobacter baumannii Is Mediated by Complete Loss of Lipopolysaccharide Production. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 54 (12), 4971-4977 (2010).
  28. Cai, Y., Chai, D., Wang, R., Liang, B., Bai, N. Colistin resistance of Acinetobacter baumannii: clinical reports, mechanisms and antimicrobial strategies. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 67 (7), 1607-1615 (2012).
  29. Da Silva, G., Domingues, S. Interplay between Colistin Resistance, Virulence and Fitness in Acinetobacter baumannii. Antibiotics. 6 (4), 28 (2017).
  30. Chin, C. -. Y., Gregg, K. A., Napier, B. A., Ernst, R. K., Weiss, D. S. A PmrB-Regulated Deacetylase Required for Lipid A Modification and Polymyxin Resistance in Acinetobacter baumannii. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 59 (12), 7911-7914 (2015).
  31. Beceiro, A., et al. Phosphoethanolamine modification of lipid A in colistin-resistant variants of Acinetobacter baumannii mediated by the pmrAB two-component regulatory system. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 55 (7), 3370-3379 (2011).
  32. van Opijnen, T., Lazinski, D. W., Camilli, A. Genome-Wide Fitness and Genetic Interactions Determined by Tn-seq, a High-Throughput Massively Parallel Sequencing Method for Microorganisms. Current Protocols in Microbiology. 36, 1-24 (2015).
  33. Kwon, Y. M., Ricke, S. C., Mandal, R. K. Transposon sequencing: methods and expanding applications. Applied Microbiology and Biotechnology. 100 (1), 31-43 (2016).
  34. Yamaichi, Y., Dörr, T. Transposon Insertion Site Sequencing for Synthetic Lethal Screening. Methods in Molecular Biology. 1624, 39-49 (2017).
  35. Goodman, A. L., et al. Identifying Genetic Determinants Needed to Establish a Human Gut Symbiont in Its Habitat. Cell Host & Microbe. 6 (3), 279-289 (2009).
  36. Wang, N., Ozer, E. A., Mandel, M. J., Hauser, A. R. Genome-Wide Identification of Acinetobacter baumannii Genes Necessary for Persistence in the Lung. mBio. 5 (3), 01163 (2014).
  37. Klein, B. A., et al. Identification of essential genes of the periodontal pathogen Porphyromonas gingivalis. BMC Genomics. 13 (1), 578 (2012).
  38. Ferrieres, L., et al. Silent Mischief: Bacteriophage Mu Insertions Contaminate Products of Escherichia coli Random Mutagenesis Performed Using Suicidal Transposon Delivery Plasmids Mobilized by Broad-Host-Range RP4 Conjugative Machinery. Journal of Bacteriology. 192 (24), 6418-6427 (2010).
  39. Lim, L. M., et al. Resurgence of Colistin: A Review of Resistance, Toxicity, Pharmacodynamics, and Dosing. Pharmacotherapy. 30 (12), 1279-1291 (2010).
  40. Lampe, D. J., Churchill, M. E., Robertson, H. M. A purified mariner transposase is sufficient to mediate transposition in vitro. The EMBO Journal. 15 (19), 5470-5479 (1996).
  41. Mazurkiewicz, P., Tang, C. M., Boone, C., Holden, D. W. Signature-tagged mutagenesis: barcoding mutants for genome-wide screens. Nature Reviews. Genetics. 7 (12), 929-939 (2006).
  42. Goodman, A. L., Wu, M., Gordon, J. I. Identifying microbial fitness determinants by insertion sequencing using genome-wide transposon mutant libraries. Nature Protocols. 6 (12), 1969-1980 (2011).
  43. van Opijnen, T., Camilli, A. Transposon insertion sequencing: a new tool for systems-level analysis of microorganisms. Nature Reviews. Microbiology. 11 (7), 3033 (2013).
  44. Liu, H., Bouillaut, L., Sonenshein, A. L., Melville, S. B. Use of a Mariner-Based Transposon Mutagenesis System To Isolate Clostridium perfringens Mutants Deficient in Gliding Motility. Journal of Bacteriology. 195 (3), 629-636 (2013).
  45. Singer, J. T., Finnerty, W. R. Insertional specificity of transposon Tn5 in Acinetobacter sp. Journal of Bacteriology. 157 (2), 607-611 (1984).
  46. Subashchandrabose, S., et al. Acinetobacter baumannii Genes Required for Bacterial Survival during Bloodstream Infection. mSphere. 1 (1), 13-15 (2015).
  47. Shull, L. M., Camilli, A. Transposon Sequencing of Vibrio cholerae in the Infant Rabbit Model of Cholera. Vibrio Cholerae. 1839, 103-116 (2018).
  48. Smith, M. G., et al. New insights into Acinetobacter baumannii pathogenesis revealed by high-density pyrosequencing and transposon mutagenesis. Genes & Development. 21 (5), 601-614 (2007).
  49. Stahl, M., Stintzi, A. Identification of essential genes in C. jejuni genome highlights hyper-variable plasticity regions. Functional & Integrative Genomics. 11 (2), 241-257 (2011).
  50. Chaudhuri, R. R., et al. Comprehensive identification of essential Staphylococcus aureus genes using Transposon-Mediated Differential Hybridisation (TMDH). BMC Genomics. 10 (1), 291 (2009).
  51. Griffin, J. E., et al. High-resolution phenotypic profiling defines genes essential for mycobacterial growth and cholesterol catabolism. PLoS Pathogens. 7 (9), 1002251 (2011).
  52. Gallagher, L. A., Shendure, J., Manoil, C. Genome-scale identification of resistance functions in Pseudomonas aeruginosa using Tn-seq. mBio. 2 (1), 00315 (2011).
  53. Khatiwara, A., et al. Genome scanning for conditionally essential genes in Salmonella enterica Serotype Typhimurium. Applied and Environmental Microbiology. 78 (9), 3098-3107 (2012).
  54. van Opijnen, T., Camilli, A. A fine scale phenotype-genotype virulence map of a bacterial pathogen. Genome Research. 22 (12), 2541-2551 (2012).
  55. Hurd, P. J., Nelson, C. J. Advantages of next-generation sequencing versus the microarray in epigenetic research. Briefings in Functional Genomics and Proteomics. 8 (3), 174-183 (2009).
  56. Barquist, L., Boinett, C. J., Cain, A. K. Approaches to querying bacterial genomes with transposon-insertion sequencing. RNA Biology. 10 (7), 1161-1169 (2013).
  57. Perry, B. J., Yost, C. K. Construction of a mariner-based transposon vector for use in insertion sequence mutagenesis in selected members of the Rhizobiaceae. BMC Microbiology. 14 (1), 298 (2014).
  58. Plasterk, R. H. A., Izsvák, Z., Ivics, Z. Resident aliens: the Tc1/ mariner superfamily of transposable elements. Trends in Genetics. 15 (8), 326-332 (1999).
  59. Lazinski, D. W., Camilli, A. Homopolymer tail-mediated ligation PCR: a streamlined and highly efficient method for DNA cloning and library construction. BioTechniques. 54 (1), (2013).
  60. Gawronski, J. D., Wong, S. M. S., Giannoukos, G., Ward, D. V., Akerley, B. J. Tracking insertion mutants within libraries by deep sequencing and a genome-wide screen for Haemophilus genes required in the lung. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (38), 16422-16427 (2009).
  61. Langridge, G. C., et al. Simultaneous assay of every Salmonella Typhi gene using one million transposon mutants. Genome Research. 19 (12), 2308-2316 (2009).
  62. Quail, M. A., Swerdlow, H., Turner, D. J. Improved Protocols for the Illumina Genome Analyzer Sequencing System. Current Protocols in Human Genetics. 62 (1), (2009).
check_url/61612?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Kazi, M. I., Schargel, R. D., Boll, J. M. Generating Transposon Insertion Libraries in Gram-Negative Bacteria for High-Throughput Sequencing. J. Vis. Exp. (161), e61612, doi:10.3791/61612 (2020).

View Video