JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neuroscience

مطياف مفلور فعال من حيث الوقت لتقييم حالة البلمرة في القوارض وأنسجة الدماغ البشرية

Published: June 03, 2021
doi:
10.3791/62268
,
1Department of Anatomy, School of Biomedical Sciences,University of Otago

Summary

نحن نبلغ عن فحص بسيط وفعال للوقت وعالي الإنتاجية يستند إلى التحليل الطيفي للتحديد الكمي لخيوط أكتين في عينات بيولوجية من أنسجة الدماغ للقوارض والموضوعات البشرية.

Abstract

أكتين, المكون الرئيسي للهيكل الخلوي, يلعب دورا حاسما في الحفاظ على بنية الخلايا العصبية ووظيفة. في ظل الدول الفسيولوجية، actin يحدث في التوازن في شكليها: كروي أحادي (G-أكتين) وخيوط بلمرة (F- أكتين). في المحطات متشابك, actin الهيكل الخلوي يشكل الأساس لوظائف حاسمة قبل وبعد متشابك. وعلاوة على ذلك، ترتبط التغيرات الديناميكية في حالة البلمرة أكتين (الانعكاس بين الأشكال الكروية والخيوط من أكتين) ارتباطا وثيقا التعديلات المتعلقة اللدونة في هيكل متشابك ووظيفة. نحن نبلغ هنا عن منهجية معدلة قائمة على الفلورسينس لتقييم حالة البلمرة من أكتين في ظروف الجسم الحي السابق. يستخدم المقايسة phalloidin المسمى فلوريا ، وهو فهولوتوكين يرتبط على وجه التحديد بخيوط أكتين (F-actin) ، مما يوفر مقياسا مباشرا للactin الخيطي البلمرة. كدليل على المبدأ ، نقدم أدلة على ملاءمة المقايسة في كل من القوارض وتجانس أنسجة الدماغ البشري بعد الوفاة. باستخدام latrunculin A (دواء أن depolymerizes خيوط أكتين)، ونحن نؤكد فائدة من المقايسة في رصد التعديلات في مستويات F-actin. علاوة على ذلك، فإننا نوسع المقايسة إلى الكسور الكيميائية الحيوية من المحطات المتشابكة المعزولة حيث نؤكد زيادة البلمرة أكتين على التحفيز عن طريق إزالة الاستقطاب مع K خارج الخلية عالية+.

Introduction

وتشارك أكتين البروتين الهيكل الخلوي في وظائف الخلوية متعددة, بما في ذلك الدعم الهيكلي, النقل الخلوي, حركية الخلية والانقسام. Actin يحدث في توازن في شكلين: أكتين كروي أحادي (G-أكتين) والاكتين الخيطي البلمرة (F-actin). التغيرات السريعة في حالة البلمرة من أكتين (بين أشكال G- و F- يؤدي إلى تجميع خيوط سريعة وتفكيكها و تكمن وراء أدوارها التنظيمية في علم وظائف الأعضاء الخلوية. Actin يشكل العنصر الرئيسي للهيكل الخلوي العصبي ويؤثر على مجموعة واسعة من وظائف الخلايا العصبية1,2. وتجدر الإشارة إلى أن الهيكل الخلوي actin يشكل جزءا لا يتجزأ من المنصة الهيكلية للمحطات متشابك. على هذا النحو، هو محدد رئيسي للمورفوجينيسيس متشابك وعلم وظائف الأعضاء ويلعب دورا أساسيا في السيطرة على حجم وعدد ومورفولوجيا نقاط الاشتباك العصبي3،4،5. على وجه الخصوص ، فإن التكبر الديناميكي للبوليمرات – إزالة البوليمرات هو محدد رئيسي لإعادة عرض متشابك المرتبطة اللدونة متشابك الكامنة وراء الذاكرة وعمليات التعلم. في الواقع، كل من presynaptic (مثل إطلاق الناقل العصبي6،7،8،9،10)وظائف postsynaptic (اللدونة ذات الصلة إعادة عرضديناميكية 11،12،13،14)تعتمد بشكل حاسم على التغيرات الديناميكية في حالة البلمرة من الهيكل الخلوي actin.

في ظل الظروف الفسيولوجية، يتم تنظيم مستويات F-actin بشكل ديناميكي وبإحكام من خلال مسار متعدد الوسائط يتضمن تعديل ما بعد النقل4،15،16 وكذلك البروتينات الملزمة للactin (ABPs)4،17. ABPs يمكن أن تؤثر على ديناميات أكتين على مستويات متعددة (مثل بدء أو تثبيط البلمرة، مما يؤدي إلى تفريع خيوط، وقطع خيوط إلى قطع أصغر، وتعزيز إزالة البلمرة، وحماية ضد إزالة البلمرة)، وبدورها تحت رقابة تحوير صارمة حساسة لمختلف الإشارات خارج وداخل الخلايا18،19،20. مثل هذه الشيكات التنظيمية على مستويات متعددة تملي تنظيما صارما لديناميات أكتين في الهيكل الخلوي متشابك، صقل الجوانب قبل وما بعد متشابك من فسيولوجيا الخلايا العصبية على حد سواء في الدول القاعدية والنشاط الناجمة.

ونظرا للأدوار الهامة من أكتين في فسيولوجيا الخلايا العصبية, ليس من المستغرب أن العديد من الدراسات قدمت أدلة على التعديلات في ديناميات أكتين والأحداث المسببة للأمراض الحرجة المرتبطة مجموعة واسعة من الاضطرابات العصبية بما في ذلك التنكس العصبي, الأمراض النفسية وكذلك الأمراض العصبية النمائية3,21,22,23,24,25,26,27. على الرغم من ثروة من البيانات البحثية التي تشير إلى الأدوار الرئيسية للactin في فسيولوجيا الخلايا العصبية والفيزيولوجيا المرضية، ومع ذلك، لا تزال هناك فجوات كبيرة في فهم ديناميات أكتين، لا سيما في الهيكل الخلوي متشابك. هناك حاجة إلى مزيد من الدراسات البحثية للحصول على فهم أفضل للactin العصبية وتعديلاتها في ظل الظروف المرضية. ومن مجالات التركيز الرئيسية في هذا السياق تقييم حالة البلمرة في أكتين. وهناك مجموعات تجارية غربية قائمة على النشاف (G-Actin/F-Actin في مجموعة البيوكيميائية المقايسة الحية؛ الهيكل الخلوي SKU BK03728،29) والمقاايسات المصنوعة منزليا لتقييم مستويات F-actin6. ومع ذلك ، لأن هذه تتطلب العزل الكيميائي الحيوي من F -actin و G-actin ولأن القياس الكمي اللاحق يستند إلى بروتوكولات الانتفاخ المناعي ، فإنها يمكن أن تستغرق وقتا طويلا. نحن هنا تقرير مطياف مضان القائم على المقايسة مقتبسة من دراسة سابقة30 مع التعديلات التي يمكن استخدامها لتقييم كل من المستويات القاعدية من F-actin، فضلا عن التغيرات الديناميكية في تجميعها تفكيكها. وتجدر الإشارة إلى أننا قمنا بتعديل البروتوكول الأصلي بكفاءة يتطلب عينات مناسبة ل cuvette 1 مل إلى الشكل الحالي لوحة 96 جيدا. وبالتالي فإن البروتوكول المعدل قد قلل بشكل كبير من كمية الأنسجة /العينة المطلوبة للمقص. علاوة على ذلك، نقدم أدلة على أن البروتوكول مناسب ليس فقط لتجانسات أنسجة الدماغ، ولكن أيضا الكسور دون الخلوية مثل المحطات المتشابكة المعزولة (السنابتوسومات والسنابتونوروسومات). وأخيرا، يمكن استخدام المقايسة لأنسجة دماغ القوارض التي تم تشريحها حديثا وعينات الدماغ البشري المخزنة على المدى الطويل بعد الوفاة. وتجدر الإشارة إلى أنه في حين يتم تقديم المقايسة في سياق الخلايا العصبية ، يمكن تمديدها بشكل مناسب إلى أنواع الخلايا الأخرى والعمليات الفسيولوجية المرتبطة بها.

Protocol

وقد نفذت جميع الإجراءات التجريبية وفقا للوائح لجنة الأخلاقيات في جامعة أوتاغو في رعاية واستخدام المختبر (البروتوكول الأخلاقي رقم 1000/1999). AUP95/18 و AUP80/17) والهيئة التشريعية في نيوزيلندا. تم الحصول على أنسجة الدماغ البشري من بنك الأنسجة العصبية في مستشفى كلينيك-IDIBAPS BioBank في برشلونة، إسبانيا. وقد…

Representative Results

خطية المقايسة لتقييم مستويات F-actinأولا، تم التأكد من منحنى قياسي للزيادة الخطية في الفلور من اليكسا فلور 647 Phalloidin وتكررت لكل مجموعة من التجارب(الشكل 1). للتحقيق في النطاق الخطي للمقاسة ، تم معالجة كميات مختلفة من تجانسات الدماغ من القوارض(الشكلان 2A و <strong…

Discussion

المقايسة الموصوفة هنا ، مقتبسة أساسا من دراسة سابقة30 مع تعديلات ، ويستخدم phallotoxin ، phalloidin الموسومة مع تسمية الفلورسنت. تعتبر النظير phalloidin الفلورسنت لتكون المعيار الذهبي لتلطيخ خيوط أكتين في الأنسجة الثابتة47,48,49. في الواقع، فه…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

وقد دعم هذا العمل مؤسسة الأعصاب في نيوزيلندا (1835-PG)، ومجلس البحوث الصحية في نيوزيلندا (#16-597)، وقسم التشريح، جامعة أوتاجو، نيوزيلندا. نحن مدينون لبنك الأنسجة العصبية من بنك HCB-IDIBAPS الحيوي (إسبانيا) لأنسجة الدماغ البشري. نشكر جياشيان تشانغ على مساعدتها في تسجيل وتحرير الفيديو.

Materials

3.5 mL, open-top thickwall polycarbonate tube Beckman Coulter 349622 For gradient centrifugation (synaptosome prep)
Alexa Fluor 647 Phalloidin Thermo Fisher Scientific A22287 F-actin specific ligand
Antibody against  b-actin Santa Cruz Biotechnology Sc-47778 For evaluation of total actin levels by immunoblotting
Antibody against GAPDH Abcam Ab181602 For evaluation of GAPDH levels by immunoblotting
Bio-Rad Protein Assay Dye Reagent Concentrate Bio-Rad 5000006 Bradford based protein estimation
Calcium chloride dihydrate (CaCl2·2H2O) Sigma-Aldrich C3306 Krebs buffer component
cOmplete, Mini, EDTA-free Protease Inhibitor Cocktail Sigma-Aldrich 4693159001 For inhibition of endogenous protease activity during sample preparation
Corning 96-well Clear Flat Bottom Polystyrene Corning 3596 For light-scattering measurements
D-(+)-Glucose Sigma-Aldrich G8270 Krebs buffer component
Dimethyl sulfoxide Sigma-Aldrich D5879 Solvent for phalloidin and latrunculin A
Fluorescent flatbed scanner (Odyssey Infrared Scanner) Li-Cor Biosciences For detection of immunoreactive signals on immunoblots
Glutaraldehyde solution (25% in water) Grade II Sigma-Aldrich G6257 Fixative
HEPES Sigma-Aldrich H3375 Buffer ingredient for sample preparation and Krebs buffer component
Latrunculin A Sigma-Aldrich L5163 Depolymerizer of actin filaments
Magnesium chloride hexahydrate (MgCl2·6H2O) Sigma-Aldrich M2670 Krebs buffer component
Microplates
Mitex membrane filter 5 mm Millipore LSWP01300 Preparation of synaptoneurosomes
Nunc F96 MicroWell Black Plate Thermo Fisher Scientific 237105 For fluorometric measurements
Nylon net filter 100 mm Millipore NY1H02500 Preparation of synaptoneurosomes
Phosphatase Inhibitor Cocktail IV Abcam ab201115 For inhibition of endogenous phosphatase activity during sample preparation
Potassium chloride (KCl) Sigma-Aldrich P9541 Krebs buffer component and for depolarization of synaptic terminals
Potassium phosphate monobasic ((KH2PO4) Sigma-Aldrich P9791 Krebs buffer component
Sodium borohydride (NaBH4) Sigma-Aldrich 71320 Component of Permeabilization buffer
Sodium chloride (NaCl) LabServ (Thermo Fisher Scientific) BSPSL944 Krebs buffer component
Sodium hydrogen carbonate (NaHCO3) LabServ (Thermo Fisher Scientific) BSPSL900 Krebs buffer component
SpectraMax i3x Molecular Devices For fluorometric measurements
Sucrose Fisher Chemical S/8600/60 Buffer ingredient for sample preparation
Swimnex Filter Holder Millipore Sx0001300 Preparation of synaptoneurosomes
Tissue grinder 5 mL Potter-Elvehjem Duran Wheaton Kimble 358034 For tissue homogenization
Triton X-100 Sigma-Aldrich X100 Component of Permeabilization buffer
Trizma base Sigma-Aldrich T6066 Buffer ingredient for sample preparation
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Penzes, P., Rafalovich, I. Regulation of the actin cytoskeleton in dendritic spines. Advances in Experimental Medicine and Biology. 970, 81-95 (2012).
  2. Venkatesh, K., Mathew, A., Koushika, S. P. Role of actin in organelle trafficking in neurons. Cytoskeleton. 77 (3-4), 97-109 (2020).
  3. Shirao, T., González-Billault, C. Actin filaments and microtubules in dendritic spines. Journal of Neurochemistry. 126 (2), 155-164 (2013).
  4. Bertling, E., Hotulainen, P. New waves in dendritic spine actin cytoskeleton: From branches and bundles to rings, from actin binding proteins to post-translational modifications. Molecular and Cellular Neuroscience. 84, 77-84 (2017).
  5. Bellot, A., et al. The structure and function of actin cytoskeleton in mature glutamatergic dendritic spines. Brain Research. 1573, 1-16 (2014).
  6. Wolf, M., et al. ADF/Cofilin controls synaptic actin dynamics and regulates synaptic vesicle mobilization and exocytosis. Cerebral Cortex. 25 (9), 2863-2875 (2015).
  7. Morales, M., Colicos, M. A., Goda, Y. Actin-dependent regulation of neurotransmitter release at central synapses. Neuron. 27 (3), 539-550 (2000).
  8. Doussau, F., Augustine, G. J. The actin cytoskeleton and neurotransmitter release: An overview. Biochimie. 82 (4), 353-363 (2000).
  9. Sakaba, T., Neher, E. Involvement of actin polymerization in vesicle recruitment at the calyx of held synapse. Journal of Neuroscience. , (2003).
  10. Lee, J. S., Ho, W. K., Lee, S. H. Actin-dependent rapid recruitment of reluctant synaptic vesicles into a fast-releasing vesicle pool. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2012).
  11. Rust, M. B., et al. Learning, AMPA receptor mobility and synaptic plasticity depend on n-cofilin-mediated actin dynamics. EMBO Journal. 29, 1889-1902 (2010).
  12. Bosch, M., et al. Structural and molecular remodeling of dendritic spine substructures during long-term potentiation. Neuron. 82, 444-459 (2014).
  13. Hanley, J. G. Actin-dependent mechanisms in AMPA receptor trafficking. Frontiers in Cellular Neuroscience. 8, 381 (2014).
  14. Kasai, H., Fukuda, M., Watanabe, S., Hayashi-Takagi, A., Noguchi, J. Structural dynamics of dendritic spines in memory and cognition. Trends in Neurosciences. 33, 121-129 (2010).
  15. Terman, J. R., Kashina, A. Post-translational modification and regulation of actin. Current Opinion in Cell Biology. 25 (1), 30-38 (2013).
  16. Wilson, C., Terman, J. R., González-Billault, C., Ahmed, G. Actin filaments-A target for redox regulation. Cytoskeleton. 73, 577-595 (2016).
  17. Borovac, J., Bosch, M., Okamoto, K. Regulation of actin dynamics during structural plasticity of dendritic spines: Signaling messengers and actin-binding proteins. Molecular and Cellular Neuroscience. 91, 122-130 (2018).
  18. Saneyoshi, T., Hayashi, Y. The Ca2+ and Rho GTPase signaling pathways underlying activity-dependent actin remodeling at dendritic spines. Cytoskeleton. 69 (8), 545-554 (2012).
  19. Mizuno, K. Signaling mechanisms and functional roles of cofilin phosphorylation and dephosphorylation. Cellular Signalling. 25 (2), 457-469 (2013).
  20. Dos Remedios, C. G., et al. Actin binding proteins: Regulation of cytoskeletal microfilaments. Physiological Reviews. 83 (2), 433-473 (2003).
  21. Bamburg, J. R., Bernstein, B. W. Actin dynamics and cofilin-actin rods in Alzheimer disease. Cytoskeleton. 73 (9), 477-497 (2016).
  22. Penzes, P., VanLeeuwen, J. E. Impaired regulation of synaptic actin cytoskeleton in Alzheimer’s disease. Brain Research Reviews. 67 (1-2), 184-192 (2011).
  23. Pelucchi, S., Stringhi, R., Marcello, E. Dendritic spines in Alzheimer’s disease: How the actin cytoskeleton contributes to synaptic failure. International Journal of Molecular Sciences. 21 (3), 908 (2020).
  24. Kounakis, K., Tavernarakis, N. The Cytoskeleton as a Modulator of Aging and Neurodegeneration. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1178, 227-245 (2019).
  25. Nishiyama, J. Plasticity of dendritic spines: Molecular function and dysfunction in neurodevelopmental disorders. Psychiatry and Clinical Neurosciences. 73 (9), 541-550 (2019).
  26. Michaelsen-Preusse, K., Feuge, J., Korte, M. Imbalance of synaptic actin dynamics as a key to fragile X syndrome. Journal of Physiology. 596 (14), 2773-2782 (2018).
  27. Hensel, N., Claus, P. The Actin Cytoskeleton in SMA and ALS: How Does It Contribute to Motoneuron Degeneration. Neuroscientist. 24 (1), 54-72 (2018).
  28. Kommaddi, R. P., et al. Aβ mediates F-actin disassembly in dendritic spines leading to cognitive deficits in alzheimer’s disease. Journal of Neuroscience. 38 (5), 1085-1099 (2018).
  29. Kommaddi, R. P., et al. Glutaredoxin1 Diminishes Amyloid Beta-Mediated Oxidation of F-Actin and Reverses Cognitive Deficits in an Alzheimer’s Disease Mouse Model. Antioxidants and Redox Signaling. 31 (18), 1321-1338 (2019).
  30. Bernstein, B. W., Bamburg, J. R. Cycling of actin assembly in synaptosomes and neurotransmitter release. Neuron. 3 (2), 257-265 (1989).
  31. Sapan, C. V., Lundblad, R. L., Price, N. C. Colorimetric protein assay techniques. Biotechnology and applied biochemistry. 29 (2), 99-108 (1999).
  32. Kolodziej, A., et al. High resolution quantitative synaptic proteome profiling of mouse brain regions after auditory discrimination learning. Journal of Visualized Experiments. (118), e54992 (2016).
  33. Byun, Y. G., Chung, W. S. A novel in vitro live-imaging assay of astrocyte-mediated phagocytosis using pH indicator-conjugated synaptosomes. Journal of Visualized Experiments. (132), e56647 (2018).
  34. Chmielewska, J. J., Kuzniewska, B., Milek, J., Urbanska, K., Dziembowska, M. Neuroligin 1, 2, and 3 Regulation at the Synapse: FMRP-Dependent Translation and Activity-Induced Proteolytic Cleavage. Molecular Neurobiology. 56 (4), 2741-2759 (2019).
  35. Kuzniewska, B., Chojnacka, M., Milek, J., Dziembowska, M. Preparation of polysomal fractions from mouse brain synaptoneurosomes and analysis of polysomal-bound mRNAs. Journal of Neuroscience Methods. 293, 226-233 (2018).
  36. Fischer, M., Kaech, S., Knutti, D., Matus, A. Rapid actin-based plasticity in dendritic spines. Neuron. 20 (5), 847-854 (1998).
  37. Caesar, M., Felk, S., Aasly, J. O., Gillardon, F. Changes in actin dynamics and F-actin structure both in synaptoneurosomes of LRRK2(R1441G) mutant mice and in primary human fibroblasts of LRRK2(G2019S) mutation carriers. Neuroscience. 284, 311-324 (2015).
  38. Star, E. N., Kwiatkowski, D. J., Murthy, V. N. Rapid turnover of actin in dendritic spines and its regulation by activity. Nature Neuroscience. 5, 239-246 (2002).
  39. Okamoto, K. I., Nagai, T., Miyawaki, A., Hayashi, Y. Rapid and persistent modulation of actin dynamics regulates postsynaptic reorganization underlying bidirectional plasticity. Nature Neuroscience. 7, 1104-1112 (2004).
  40. Bernstein, B. W., Dewit, M., Bamburg, J. R. Actin disassembles reversibly during electrically induced recycling of synaptic vesicles in cultured neurons. Molecular Brain Research. 53 (1-2), 236-250 (1998).
  41. Ahmad, F., Liu, P. Synaptosome as a tool in Alzheimer’s disease research. Brain Research. 1746, 147009 (2020).
  42. Ahmad, F., et al. Isoform-specific hyperactivation of calpain-2 occurs presymptomatically at the synapse in Alzheimer’s disease mice and correlates with memory deficits in human subjects. Scientific Reports. 8 (1), 13119 (2018).
  43. Ahmad, F., et al. Reactive Oxygen Species-Mediated Loss of Synaptic Akt1 Signaling Leads to Deficient Activity-Dependent Protein Translation Early in Alzheimer’s Disease. Antioxidants and Redox Signaling. 27 (16), 1269-1280 (2017).
  44. Ahmad, F., et al. Developmental lead (Pb)-induced deficits in redox and bioenergetic status of cerebellar synapses are ameliorated by ascorbate supplementation. Toxicology. 440, 152492 (2020).
  45. Ahmad, F., Salahuddin, M., Alsamman, K., Herzallah, H. K., Al-Otaibi, S. T. Neonatal maternal deprivation impairs localized de novo activity-induced protein translation at the synapse in the rat hippocampus. Bioscience Reports. 38 (3), 0118 (2018).
  46. Ahmad, F., Salahuddin, M., Alsamman, K., Almulla, A. A., Salama, K. F. Developmental lead (Pb)-induced deficits in hippocampal protein translation at the synapses are ameliorated by ascorbate supplementation. Neuropsychiatric Disease and Treatment. 14, 3289-3298 (2018).
  47. Melak, M., Plessner, M., Grosse, R. Actin visualization at a glance. Journal of Cell Science. 130 (3), 525-530 (2017).
  48. Adams, A. E. M., Pringle, J. R. Staining of actin with fluorochrome-conjugated phalloidin. Methods in Enzymology. 194, 729-731 (1991).
  49. Belin, B. J., Goins, L. M., Mullins, R. D. Comparative analysis of tools for live cell imaging of actin network architecture. BioArchitecture. 4 (6), 189-202 (2014).
  50. Wulf, E., Deboben, A., Bautz, F. A., Faulstich, H., Wieland, T. Fluorescent phallotoxin, a tool for the visualization of cellular actin. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 76, 4498-4502 (1979).
  51. Taffarel, M., de Souza, M. F., Machado, R. D., de Souza, W. Localization of actin in the electrocyte of Electrophorus electricus L. Cell and Tissue Research. 242, 453-455 (1985).
  52. Glebov, O. O. Distinct molecular mechanisms control levels of synaptic F-actin. Cell Biology International. 44 (1), 336-342 (2020).
  53. Dancker, P., Löw, I., Hasselbach, W., Wieland, T. Interaction of actin with phalloidin:. Polymerization and stabilization of F-actin. BBA – Protein Structure. , (1975).
  54. Lengsfeld, A. M., Löw, I., Wieland, T., Dancker, P., Hasselbach, W. Interaction of phalloidin with actin. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 71 (7), 2803-2807 (1974).
  55. Coluccio, L. M., Tilney, L. G. Phalloidin enhances actin assembly by preventing monomer dissociation. Journal of Cell Biology. 99, 529-535 (1984).
  56. Colicos, M. A., Collins, B. E., Sailor, M. J., Goda, Y. Remodeling of synaptic actin induced by photoconductive stimulation. Cell. 107 (5), 605-616 (2001).
  57. Lemieux, M. G., et al. Visualization of the actin cytoskeleton: Different F-actin-binding probes tell different stories. Cytoskeleton. 71, 157-169 (2014).
  58. Bubb, M. R., Senderowicz, A. M. J., Sausville, E. A., Duncan, K. L. K., Korn, E. D. Jasplakinolide, a cytotoxic natural product, induces actin polymerization and competitively inhibits the binding of phalloidin to F-actin. Journal of Biological Chemistry. , (1994).
  59. Holzinger, A. Jasplakinolide: an actin-specific reagent that promotes actin polymerization. Methods in molecular biology. 269, 14869-14871 (2009).

Tags

ActinCytoskeletonF-actinG-actinPolymerizationFluorescence SpectroscopyPhalloidinSynaptic TerminalsSynaptosomesSynaptoneurosomesNeuropathologyNeuronal Physiology
check_url/62268?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Ahmad, F., Liu, P. A Time-Efficient Fluorescence Spectroscopy-Based Assay for Evaluating Actin Polymerization Status in Rodent and Human Brain Tissues. J. Vis. Exp. (172), e62268, doi:10.3791/62268 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image