JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neuroscience

Een tijdsefficiënte fluorescentiespectroscopie-gebaseerde test voor het evalueren van de Actin-polymerisatiestatus in knaagdier- en menselijke hersenweefsels

Published: June 03, 2021
doi:
10.3791/62268
,
1Department of Anatomy, School of Biomedical Sciences,University of Otago

Summary

We rapporteren een eenvoudige, tijdsefficiënte en op fluorescentiespectroscopie gebaseerde test met hoge doorvoer voor de kwantificering van actinefilamenten in ex vivo biologische monsters van hersenweefsels van knaagdieren en menselijke proefpersonen.

Abstract

Actine, de belangrijkste component van cytoskelet, speelt een cruciale rol bij het behoud van neuronale structuur en functie. Onder fysiologische toestanden komt actine in evenwicht in zijn twee vormen voor: monomere bolvormige (G-actine) en gepolymeriseerde filamenteuze (F-actine). Op de synaptische terminals vormt actinecytoskelet de basis voor kritische pre- en postsynaptische functies. Bovendien zijn dynamische veranderingen in de actinepolymerisatiestatus (interconversie tussen bolvormige en filamenteuze vormen van actine) nauw verbonden met plasticiteitsgerelateerde veranderingen in synaptische structuur en functie. We rapporteren hier een aangepaste fluorescentiegebaseerde methodologie om de polymerisatiestatus van actine in ex vivo omstandigheden te beoordelen. De test maakt gebruik van fluorescerend gelabelde falloïdine, een phallotoxine dat zich specifiek bindt aan actinefilamenten (F-actine), wat een directe meting van gepolymeriseerde filamenteuze actine biedt. Als principieel bewijs leveren we bewijs voor de geschiktheid van de test, zowel bij knaagdier- als postmortale homogenaten van menselijk hersenweefsel. Met behulp van latrunculine A (een medicijn dat actinefilamenten depolymeriseert), bevestigen we het nut van de test bij het monitoren van veranderingen in F-actineniveaus. Verder breiden we de test uit naar biochemische fracties van geïsoleerde synaptische terminals waarin we een verhoogde actinepolymerisatie bevestigen bij stimulatie door depolarisatie met hoge extracellulaire K+.

Introduction

Cytoskelet eiwit actine is betrokken bij meerdere cellulaire functies, met inbegrip van structurele ondersteuning, cellulair transport, celmotiliteit en deling. Actine komt in evenwicht in twee vormen voor: monomere bolvormige actine (G-actine) en gepolymeriseerde filamenteuze actine (F-actine). Snelle veranderingen in de polymerisatiestatus van actine (interconversie tussen de G- en F-vormen) resulteren in snelle filamentassemblage en demontage en liggen ten grondslag aan de regulerende rol in de cellulaire fysiologie. Actine vormt het belangrijkste bestanddeel van de neuronale cytoskeletstructuur en beïnvloedt een breed scala aan neuronale functies1,2. Opmerkelijk is dat het actinecytoskelet een integraal onderdeel vormt van het structurele platform van de synaptische terminals. Als zodanig is het een belangrijke determinant van synaptische morfogenese en fysiologie en speelt het een fundamentele rol bij de controle van de grootte, het aantal en de morfologie van synapsen3,4,5. In het bijzonder is dynamische actinepolymerisatie-depolymerisatie een belangrijke determinant van de synaptische remodellering geassocieerd met synaptische plasticiteit die ten grondslag ligt aan het geheugen en leerprocessen. Zowel presynaptische (zoals neurotransmitter release6,7,8,9,10) als postsynaptische functies (plasticiteit gerelateerde dynamische remodellering11,12,13,14) vertrouwen kritisch op dynamische veranderingen in de polymerisatiestatus van het actinecytoskelet.

Onder fysiologische omstandigheden worden de F-actinespiegels dynamisch en strak gereguleerd via een multimodaal traject met posttranslationele modificatie4,15,16 en actinebindende eiwitten (ACP ‘s)4,17. ABPs kunnen de actinedynamiek op meerdere niveaus beïnvloeden (zoals het initiëren of remmen van polymerisatie, het induceren van filamentvertakking, het afsnijden van filamenten tot kleinere stukken, het bevorderen van depolymerisatie en het beschermen tegen depolymerisatie), en staan op hun beurt onder een strikte modulerende controle die gevoelig is voor verschillende extra- en intracellulaire signalen18,19,20. Dergelijke regelgevende controles op meerdere niveaus dicteren een strikte regulering van de actinedynamiek in het synaptische cytoskelet, waarbij pre- en postsynaptische aspecten van neuronale fysiologie worden verfijnd, zowel in de basale als activiteitsgeïnduceerde toestanden.

Gezien de belangrijke rol van actine in de neuronale fysiologie, is het niet verwonderlijk dat verschillende studies bewijs hebben geleverd voor veranderingen in de actinedynamiek als kritieke pathogene gebeurtenissen die verband houden met een breed scala aan neurologische aandoeningen, waaronder neurodegeneratie, psychologische ziekten en neuroontwikkelingsaandoeningen3,21,22,23,24,25,26,27. Ondanks de schat aan onderzoeksgegevens die wijzen op belangrijke rollen van actine in neuronale fysiologie en pathofysiologie, blijven er echter nog steeds aanzienlijke hiaten in het begrip van actinedynamiek, met name bij het synaptische cytoskelet. Meer onderzoeken zijn nodig om een beter begrip van neuronale actine en de veranderingen ervan onder pathologische omstandigheden te hebben. Een belangrijk aandachtsgebied in deze context is de beoordeling van de actinepolymerisatiestatus. Er zijn westerse blotting-gebaseerde commerciële kits (G-Actin / F-Actin in vivo assay biochemische kit; Cytoskelet SKU BK03728,29) en zelfgemaakte assays voor de beoordeling van F-actineniveaus6. Omdat deze echter biochemische isolatie van F-actine en G-actine vereisen en omdat hun daaropvolgende kwantificering is gebaseerd op immunoblottingprotocollen, kunnen ze tijdrovend zijn. We rapporteren hierin een fluorescentiespectroscopie-gebaseerde assay aangepast aan een eerdere studie30 met wijzigingen die kunnen worden gebruikt om zowel basale niveaus van F-actine te evalueren, als dynamische veranderingen in de assemblage-demontage. Met name hebben we het oorspronkelijke protocol dat monsters vereist die geschikt zijn voor een cuvette van 1 ml efficiënt aangepast aan het huidige 96-put plaatformaat. Het gewijzigde protocol heeft daarom de hoeveelheid weefsel/monster die nodig is voor de test aanzienlijk verminderd. Verder leveren we bewijs dat het protocol niet alleen geschikt is voor homogenaten van hersenweefsel, maar ook voor subcellulaire fracties zoals geïsoleerde synaptische terminals (synafosomen en synaptoneurosomen). Ten slotte kan de test worden gebruikt voor vers ontleed hersenweefsel van knaagdieren en langdurige opgeslagen postmortale menselijke hersenmonsters. Van belang, terwijl de test wordt gepresenteerd in een neuronale context, kan het op passende wijze worden uitgebreid tot andere celtypen en fysiologische processen die ermee verband houden.

Protocol

Alle experimentele procedures werden uitgevoerd in overeenstemming met de voorschriften van de Commissie ethiek van de Universiteit van Otago voor de verzorging en het gebruik van proefdieren (ethisch protocol nr. AUP95/18 en AUP80/17) en Nieuw-Zeelandse wetgevende macht. Menselijke hersenweefsels werden verkregen van de Neurologische Weefselbank van ziekenhuis Clínic-IDIBAPS BioBank in Barcelona, Spanje. Alle protocollen voor weefselverzameling werden goedgekeurd door de Ethische Commissie van Hospital Clínic, Barcelo…

Representative Results

Lineariteit van de test voor de evaluatie van F-actineniveausTen eerste werd een standaardcurve voor de lineaire toename van fluorescentie van Alexa Fluor 647 Phalloidin vastgesteld en herhaald voor elke reeks experimenten (figuur 1). Om het lineaire bereik van de test te onderzoeken, werden verschillende hoeveelheden hersenhomogenaten van knaagdieren (figuren 2A en 2B) en postmortale menselijke proefpersonen (figuur…

Discussion

De hier beschreven test, in wezen aangepast aan een eerdere studie30 met modificaties, maakt gebruik van een phallotoxine, falloïdine gelabeld met een fluorescerend label. Fluorescerende falloïdenanalogen worden beschouwd als de gouden standaard voor het kleuren van actinefilamenten in vaste weefsels47,48,49. In feite zijn ze de oudste instrumenten om actinefilamenten50 specifiek…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd ondersteund door de Neurological Foundation of New Zealand (1835-PG), de New Zealand Health Research Council (#16-597) en het Department of Anatomy, University of Otago, Nieuw-Zeeland. We zijn de Neurologische Weefselbank van HCB-IDIBAPS BioBank (Spanje) voor menselijke hersenweefsels te schulden. We danken Jiaxian Zhang voor haar hulp bij het opnemen en bewerken van de video.

Materials

3.5 mL, open-top thickwall polycarbonate tube Beckman Coulter 349622 For gradient centrifugation (synaptosome prep)
Alexa Fluor 647 Phalloidin Thermo Fisher Scientific A22287 F-actin specific ligand
Antibody against  b-actin Santa Cruz Biotechnology Sc-47778 For evaluation of total actin levels by immunoblotting
Antibody against GAPDH Abcam Ab181602 For evaluation of GAPDH levels by immunoblotting
Bio-Rad Protein Assay Dye Reagent Concentrate Bio-Rad 5000006 Bradford based protein estimation
Calcium chloride dihydrate (CaCl2·2H2O) Sigma-Aldrich C3306 Krebs buffer component
cOmplete, Mini, EDTA-free Protease Inhibitor Cocktail Sigma-Aldrich 4693159001 For inhibition of endogenous protease activity during sample preparation
Corning 96-well Clear Flat Bottom Polystyrene Corning 3596 For light-scattering measurements
D-(+)-Glucose Sigma-Aldrich G8270 Krebs buffer component
Dimethyl sulfoxide Sigma-Aldrich D5879 Solvent for phalloidin and latrunculin A
Fluorescent flatbed scanner (Odyssey Infrared Scanner) Li-Cor Biosciences For detection of immunoreactive signals on immunoblots
Glutaraldehyde solution (25% in water) Grade II Sigma-Aldrich G6257 Fixative
HEPES Sigma-Aldrich H3375 Buffer ingredient for sample preparation and Krebs buffer component
Latrunculin A Sigma-Aldrich L5163 Depolymerizer of actin filaments
Magnesium chloride hexahydrate (MgCl2·6H2O) Sigma-Aldrich M2670 Krebs buffer component
Microplates
Mitex membrane filter 5 mm Millipore LSWP01300 Preparation of synaptoneurosomes
Nunc F96 MicroWell Black Plate Thermo Fisher Scientific 237105 For fluorometric measurements
Nylon net filter 100 mm Millipore NY1H02500 Preparation of synaptoneurosomes
Phosphatase Inhibitor Cocktail IV Abcam ab201115 For inhibition of endogenous phosphatase activity during sample preparation
Potassium chloride (KCl) Sigma-Aldrich P9541 Krebs buffer component and for depolarization of synaptic terminals
Potassium phosphate monobasic ((KH2PO4) Sigma-Aldrich P9791 Krebs buffer component
Sodium borohydride (NaBH4) Sigma-Aldrich 71320 Component of Permeabilization buffer
Sodium chloride (NaCl) LabServ (Thermo Fisher Scientific) BSPSL944 Krebs buffer component
Sodium hydrogen carbonate (NaHCO3) LabServ (Thermo Fisher Scientific) BSPSL900 Krebs buffer component
SpectraMax i3x Molecular Devices For fluorometric measurements
Sucrose Fisher Chemical S/8600/60 Buffer ingredient for sample preparation
Swimnex Filter Holder Millipore Sx0001300 Preparation of synaptoneurosomes
Tissue grinder 5 mL Potter-Elvehjem Duran Wheaton Kimble 358034 For tissue homogenization
Triton X-100 Sigma-Aldrich X100 Component of Permeabilization buffer
Trizma base Sigma-Aldrich T6066 Buffer ingredient for sample preparation
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Penzes, P., Rafalovich, I. Regulation of the actin cytoskeleton in dendritic spines. Advances in Experimental Medicine and Biology. 970, 81-95 (2012).
  2. Venkatesh, K., Mathew, A., Koushika, S. P. Role of actin in organelle trafficking in neurons. Cytoskeleton. 77 (3-4), 97-109 (2020).
  3. Shirao, T., González-Billault, C. Actin filaments and microtubules in dendritic spines. Journal of Neurochemistry. 126 (2), 155-164 (2013).
  4. Bertling, E., Hotulainen, P. New waves in dendritic spine actin cytoskeleton: From branches and bundles to rings, from actin binding proteins to post-translational modifications. Molecular and Cellular Neuroscience. 84, 77-84 (2017).
  5. Bellot, A., et al. The structure and function of actin cytoskeleton in mature glutamatergic dendritic spines. Brain Research. 1573, 1-16 (2014).
  6. Wolf, M., et al. ADF/Cofilin controls synaptic actin dynamics and regulates synaptic vesicle mobilization and exocytosis. Cerebral Cortex. 25 (9), 2863-2875 (2015).
  7. Morales, M., Colicos, M. A., Goda, Y. Actin-dependent regulation of neurotransmitter release at central synapses. Neuron. 27 (3), 539-550 (2000).
  8. Doussau, F., Augustine, G. J. The actin cytoskeleton and neurotransmitter release: An overview. Biochimie. 82 (4), 353-363 (2000).
  9. Sakaba, T., Neher, E. Involvement of actin polymerization in vesicle recruitment at the calyx of held synapse. Journal of Neuroscience. , (2003).
  10. Lee, J. S., Ho, W. K., Lee, S. H. Actin-dependent rapid recruitment of reluctant synaptic vesicles into a fast-releasing vesicle pool. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. , (2012).
  11. Rust, M. B., et al. Learning, AMPA receptor mobility and synaptic plasticity depend on n-cofilin-mediated actin dynamics. EMBO Journal. 29, 1889-1902 (2010).
  12. Bosch, M., et al. Structural and molecular remodeling of dendritic spine substructures during long-term potentiation. Neuron. 82, 444-459 (2014).
  13. Hanley, J. G. Actin-dependent mechanisms in AMPA receptor trafficking. Frontiers in Cellular Neuroscience. 8, 381 (2014).
  14. Kasai, H., Fukuda, M., Watanabe, S., Hayashi-Takagi, A., Noguchi, J. Structural dynamics of dendritic spines in memory and cognition. Trends in Neurosciences. 33, 121-129 (2010).
  15. Terman, J. R., Kashina, A. Post-translational modification and regulation of actin. Current Opinion in Cell Biology. 25 (1), 30-38 (2013).
  16. Wilson, C., Terman, J. R., González-Billault, C., Ahmed, G. Actin filaments-A target for redox regulation. Cytoskeleton. 73, 577-595 (2016).
  17. Borovac, J., Bosch, M., Okamoto, K. Regulation of actin dynamics during structural plasticity of dendritic spines: Signaling messengers and actin-binding proteins. Molecular and Cellular Neuroscience. 91, 122-130 (2018).
  18. Saneyoshi, T., Hayashi, Y. The Ca2+ and Rho GTPase signaling pathways underlying activity-dependent actin remodeling at dendritic spines. Cytoskeleton. 69 (8), 545-554 (2012).
  19. Mizuno, K. Signaling mechanisms and functional roles of cofilin phosphorylation and dephosphorylation. Cellular Signalling. 25 (2), 457-469 (2013).
  20. Dos Remedios, C. G., et al. Actin binding proteins: Regulation of cytoskeletal microfilaments. Physiological Reviews. 83 (2), 433-473 (2003).
  21. Bamburg, J. R., Bernstein, B. W. Actin dynamics and cofilin-actin rods in Alzheimer disease. Cytoskeleton. 73 (9), 477-497 (2016).
  22. Penzes, P., VanLeeuwen, J. E. Impaired regulation of synaptic actin cytoskeleton in Alzheimer’s disease. Brain Research Reviews. 67 (1-2), 184-192 (2011).
  23. Pelucchi, S., Stringhi, R., Marcello, E. Dendritic spines in Alzheimer’s disease: How the actin cytoskeleton contributes to synaptic failure. International Journal of Molecular Sciences. 21 (3), 908 (2020).
  24. Kounakis, K., Tavernarakis, N. The Cytoskeleton as a Modulator of Aging and Neurodegeneration. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1178, 227-245 (2019).
  25. Nishiyama, J. Plasticity of dendritic spines: Molecular function and dysfunction in neurodevelopmental disorders. Psychiatry and Clinical Neurosciences. 73 (9), 541-550 (2019).
  26. Michaelsen-Preusse, K., Feuge, J., Korte, M. Imbalance of synaptic actin dynamics as a key to fragile X syndrome. Journal of Physiology. 596 (14), 2773-2782 (2018).
  27. Hensel, N., Claus, P. The Actin Cytoskeleton in SMA and ALS: How Does It Contribute to Motoneuron Degeneration. Neuroscientist. 24 (1), 54-72 (2018).
  28. Kommaddi, R. P., et al. Aβ mediates F-actin disassembly in dendritic spines leading to cognitive deficits in alzheimer’s disease. Journal of Neuroscience. 38 (5), 1085-1099 (2018).
  29. Kommaddi, R. P., et al. Glutaredoxin1 Diminishes Amyloid Beta-Mediated Oxidation of F-Actin and Reverses Cognitive Deficits in an Alzheimer’s Disease Mouse Model. Antioxidants and Redox Signaling. 31 (18), 1321-1338 (2019).
  30. Bernstein, B. W., Bamburg, J. R. Cycling of actin assembly in synaptosomes and neurotransmitter release. Neuron. 3 (2), 257-265 (1989).
  31. Sapan, C. V., Lundblad, R. L., Price, N. C. Colorimetric protein assay techniques. Biotechnology and applied biochemistry. 29 (2), 99-108 (1999).
  32. Kolodziej, A., et al. High resolution quantitative synaptic proteome profiling of mouse brain regions after auditory discrimination learning. Journal of Visualized Experiments. (118), e54992 (2016).
  33. Byun, Y. G., Chung, W. S. A novel in vitro live-imaging assay of astrocyte-mediated phagocytosis using pH indicator-conjugated synaptosomes. Journal of Visualized Experiments. (132), e56647 (2018).
  34. Chmielewska, J. J., Kuzniewska, B., Milek, J., Urbanska, K., Dziembowska, M. Neuroligin 1, 2, and 3 Regulation at the Synapse: FMRP-Dependent Translation and Activity-Induced Proteolytic Cleavage. Molecular Neurobiology. 56 (4), 2741-2759 (2019).
  35. Kuzniewska, B., Chojnacka, M., Milek, J., Dziembowska, M. Preparation of polysomal fractions from mouse brain synaptoneurosomes and analysis of polysomal-bound mRNAs. Journal of Neuroscience Methods. 293, 226-233 (2018).
  36. Fischer, M., Kaech, S., Knutti, D., Matus, A. Rapid actin-based plasticity in dendritic spines. Neuron. 20 (5), 847-854 (1998).
  37. Caesar, M., Felk, S., Aasly, J. O., Gillardon, F. Changes in actin dynamics and F-actin structure both in synaptoneurosomes of LRRK2(R1441G) mutant mice and in primary human fibroblasts of LRRK2(G2019S) mutation carriers. Neuroscience. 284, 311-324 (2015).
  38. Star, E. N., Kwiatkowski, D. J., Murthy, V. N. Rapid turnover of actin in dendritic spines and its regulation by activity. Nature Neuroscience. 5, 239-246 (2002).
  39. Okamoto, K. I., Nagai, T., Miyawaki, A., Hayashi, Y. Rapid and persistent modulation of actin dynamics regulates postsynaptic reorganization underlying bidirectional plasticity. Nature Neuroscience. 7, 1104-1112 (2004).
  40. Bernstein, B. W., Dewit, M., Bamburg, J. R. Actin disassembles reversibly during electrically induced recycling of synaptic vesicles in cultured neurons. Molecular Brain Research. 53 (1-2), 236-250 (1998).
  41. Ahmad, F., Liu, P. Synaptosome as a tool in Alzheimer’s disease research. Brain Research. 1746, 147009 (2020).
  42. Ahmad, F., et al. Isoform-specific hyperactivation of calpain-2 occurs presymptomatically at the synapse in Alzheimer’s disease mice and correlates with memory deficits in human subjects. Scientific Reports. 8 (1), 13119 (2018).
  43. Ahmad, F., et al. Reactive Oxygen Species-Mediated Loss of Synaptic Akt1 Signaling Leads to Deficient Activity-Dependent Protein Translation Early in Alzheimer’s Disease. Antioxidants and Redox Signaling. 27 (16), 1269-1280 (2017).
  44. Ahmad, F., et al. Developmental lead (Pb)-induced deficits in redox and bioenergetic status of cerebellar synapses are ameliorated by ascorbate supplementation. Toxicology. 440, 152492 (2020).
  45. Ahmad, F., Salahuddin, M., Alsamman, K., Herzallah, H. K., Al-Otaibi, S. T. Neonatal maternal deprivation impairs localized de novo activity-induced protein translation at the synapse in the rat hippocampus. Bioscience Reports. 38 (3), 0118 (2018).
  46. Ahmad, F., Salahuddin, M., Alsamman, K., Almulla, A. A., Salama, K. F. Developmental lead (Pb)-induced deficits in hippocampal protein translation at the synapses are ameliorated by ascorbate supplementation. Neuropsychiatric Disease and Treatment. 14, 3289-3298 (2018).
  47. Melak, M., Plessner, M., Grosse, R. Actin visualization at a glance. Journal of Cell Science. 130 (3), 525-530 (2017).
  48. Adams, A. E. M., Pringle, J. R. Staining of actin with fluorochrome-conjugated phalloidin. Methods in Enzymology. 194, 729-731 (1991).
  49. Belin, B. J., Goins, L. M., Mullins, R. D. Comparative analysis of tools for live cell imaging of actin network architecture. BioArchitecture. 4 (6), 189-202 (2014).
  50. Wulf, E., Deboben, A., Bautz, F. A., Faulstich, H., Wieland, T. Fluorescent phallotoxin, a tool for the visualization of cellular actin. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 76, 4498-4502 (1979).
  51. Taffarel, M., de Souza, M. F., Machado, R. D., de Souza, W. Localization of actin in the electrocyte of Electrophorus electricus L. Cell and Tissue Research. 242, 453-455 (1985).
  52. Glebov, O. O. Distinct molecular mechanisms control levels of synaptic F-actin. Cell Biology International. 44 (1), 336-342 (2020).
  53. Dancker, P., Löw, I., Hasselbach, W., Wieland, T. Interaction of actin with phalloidin:. Polymerization and stabilization of F-actin. BBA – Protein Structure. , (1975).
  54. Lengsfeld, A. M., Löw, I., Wieland, T., Dancker, P., Hasselbach, W. Interaction of phalloidin with actin. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 71 (7), 2803-2807 (1974).
  55. Coluccio, L. M., Tilney, L. G. Phalloidin enhances actin assembly by preventing monomer dissociation. Journal of Cell Biology. 99, 529-535 (1984).
  56. Colicos, M. A., Collins, B. E., Sailor, M. J., Goda, Y. Remodeling of synaptic actin induced by photoconductive stimulation. Cell. 107 (5), 605-616 (2001).
  57. Lemieux, M. G., et al. Visualization of the actin cytoskeleton: Different F-actin-binding probes tell different stories. Cytoskeleton. 71, 157-169 (2014).
  58. Bubb, M. R., Senderowicz, A. M. J., Sausville, E. A., Duncan, K. L. K., Korn, E. D. Jasplakinolide, a cytotoxic natural product, induces actin polymerization and competitively inhibits the binding of phalloidin to F-actin. Journal of Biological Chemistry. , (1994).
  59. Holzinger, A. Jasplakinolide: an actin-specific reagent that promotes actin polymerization. Methods in molecular biology. 269, 14869-14871 (2009).

Tags

ActinCytoskeletonF-actinG-actinPolymerizationFluorescence SpectroscopyPhalloidinSynaptic TerminalsSynaptosomesSynaptoneurosomesNeuropathologyNeuronal Physiology
check_url/62268?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Ahmad, F., Liu, P. A Time-Efficient Fluorescence Spectroscopy-Based Assay for Evaluating Actin Polymerization Status in Rodent and Human Brain Tissues. J. Vis. Exp. (172), e62268, doi:10.3791/62268 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image