Kemirgenlerde In Vivo ve Ex Vivo Elektriksel Empedans Miyografisi Gerçekleştirme
Summary
Bu makalede, kemirgen gastroknemius kası üzerinde in vivo (yüzey ve iğne elektrot dizileri kullanılarak) ve ex vivo (dielektrik hücre kullanılarak) elektriksel empedans miyografisinin nasıl yapılacağı açıklanmaktadır. Hem farelerde hem de sıçanlarda tekniği gösterecek ve mevcut modifikasyonları detaylandıracak (yani, obez hayvanlar, yavrular).
Abstract
Elektriksel empedans miyografisi (EIM), kas dokusu sağlığını ve hastalığını değerlendirmek için klinik öncesi ve klinik çalışmalarda kullanılabilecek uygun bir tekniktir. EIM, bir frekans aralığında (yani, 1 kHz’den 10 MHz’e) ilgi duyulan bir kasın içine düşük yoğunluklu, yön odaklı bir elektrik akımı uygulanarak ve elde edilen voltajların kaydedilmesiyle elde edilir. Bunlardan, reaktans, direnç ve faz dahil olmak üzere çeşitli standart empedans bileşenleri elde edilir. Eksize kas üzerinde ex vivo ölçümler yapılırken, dokunun doğal pasif elektriksel özellikleri, yani iletkenlik ve göreceli geçirgenlik de hesaplanabilir. EIM, hayvanlarda ve insanlarda, çeşitli hastalıklardaki kas değişikliklerini teşhis etmek ve izlemek için, basit kullanım atrofisi ile ilgili olarak veya terapötik müdahalenin bir ölçüsü olarak yaygın olarak kullanılmıştır. Klinik olarak, EIM zaman içinde hastalığın ilerlemesini izleme ve terapötik müdahalelerin etkisini değerlendirme potansiyeli sunar, böylece klinik çalışma süresini kısaltma ve örneklem büyüklüğü gereksinimlerini azaltma fırsatı sunar. Canlı hayvan modellerinde ve insanlarda noninvaziv veya minimal invaziv olarak gerçekleştirilebildiği için, EIM hem klinik öncesi hem de klinik gelişimi sağlayan yeni bir translasyonel araç olarak hizmet etme potansiyeli sunmaktadır. Bu makalede, farelerde ve sıçanlarda in vivo ve ex vivo EIM ölçümlerinin nasıl gerçekleştirileceğine ilişkin adım adım talimatlar, teknikleri yavrularda veya obez hayvanlarda kullanım gibi belirli koşullara uyarlama yaklaşımları da dahil olmak üzere sunulmaktadır.
Introduction
Elektriksel empedans miyografisi (EIM), kas durumunu değerlendirmek, potansiyel olarak nöromüsküler bozuklukların teşhisini, hastalık progresyonunun izlenmesini ve tedaviye yanıtın değerlendirilmesini sağlayan güçlü bir yöntem sağlar 1,2,3. Hayvan hastalığı modellerine ve insanlara benzer şekilde uygulanabilir ve klinik öncesi çalışmalardan klinik çalışmalara nispeten sorunsuz bir çeviri sağlar. EIM ölçümleri, doğrusal olarak yerleştirilmiş dört elektrot kullanılarak kolayca elde edilir; iki dış elektrot, bir frekans aralığında (genellikle 1 kHz ile yaklaşık 2 MHz arasında) ağrısız, zayıf bir elektrik akımı uygular ve iki iç elektrot ortaya çıkan voltajları kaydeder1. Bu voltajlardan, dokunun empedans özellikleri, akımın dokudan geçmesinin ne kadar zor olduğunun bir ölçüsü olan direnç ( R ) ve dokunun reaktansı (X) veya “yüklenebilirliği” de dahil olmak üzere elde edilebilir. Reaktans ve dirençten, faz açısı (θ) aşağıdaki denklemle hesaplanır: 
, tek bir toplam empedans ölçüsü sağlar. Bu tür ölçümler herhangi bir çok frekanslı biyoempedans cihazı kullanılarak elde edilebilir. Miyolifler esasen uzun silindirler olduğundan, kas dokusu da oldukça anizotropiktir, akım lifler boyunca onlardan daha kolay akar 4,5. Bu nedenle, EIM genellikle iki yönde gerçekleştirilir: dizi, lifler boyunca, akımın onlara paralel olarak akacağı şekilde ve kas boyunca, akımın kendilerine dik olarak akacağı şekilde yerleştirilir. Ek olarak, bir empedans ölçüm hücresinde bilinen bir doku hacminin ölçüldüğü ex vivo ölçümlerde, kasın doğal elektriksel özellikleri (yani iletkenlik ve göreceli geçirgenlik) türetilebilir6.
“Nöromüsküler bozukluklar” terimi, yapısal kas değişikliği ve disfonksiyonuna yol açan çok çeşitli birincil ve ikincil hastalıkları tanımlar. Bu, amiyotrofik lateral skleroz ve çeşitli kas distrofisi formlarının yanı sıra yaşlanma (örneğin, sarkopeni), kullanılmama atrofisi (örneğin, uzun süreli yatak istirahati veya mikro yerçekimi nedeniyle) ve hatta yaralanma7 ile ilgili daha basit değişiklikleri içerir. Nedenler bol olsa da ve motor nöron, sinirler, nöromüsküler kavşaklar veya kasın kendisinden kaynaklanabilse de, EIM, bu süreçlerin çoğuna bağlı olarak kastaki erken değişiklikleri tespit etmek ve ilerlemeyi veya tedaviye yanıtı izlemek için kullanılabilir. Örneğin, Duchenne musküler distrofisi (DMD) olan hastalarda, EIM’nin hastalığın ilerlemesini ve kortikosteroidlere yanıtı tespit ettiği gösterilmiştir8. Son zamanlarda yapılan çalışmalar ayrıca, EIM’nin, Ay veya Mars’ta yaşanacağı gibi kesirli yerçekimi9 ve yaşlanmanın etkileri de dahil olmak üzere değişen kullanım dışı durumlara duyarlı olduğunu göstermiştir. Son olarak, her ölçümle elde edilen veri setine (çok frekanslı ve yönlü bağımlı veriler) öngörücü ve makine öğrenmesi algoritmaları uygulayarak, miyofiber boyutu 12,13, enflamatuar değişiklikler ve ödem 14 ve bağ dokusu ve yağ içeriği 15,16 dahil olmak üzere dokunun histolojik yönlerini çıkarmak mümkün hale gelir.
İğne elektromiyografisi 17 ve manyetik rezonans görüntüleme, bilgisayarlı tomografi ve ultrason18,19 gibi görüntüleme teknolojileri de dahil olmak üzere insanlarda ve hayvanlarda kas sağlığını değerlendirmek için diğer birçok noninvaziv veya minimal invaziv yöntem de kullanılmaktadır. Bununla birlikte, EIM bu teknolojilerle karşılaştırıldığında farklı faydalar göstermektedir. Örneğin, elektromiyografi pasif özellikleri değil, sadece miyofiber membranların aktif elektriksel özelliklerini kaydeder ve bu nedenle kas bileşiminin veya yapısının gerçek bir değerlendirmesini sağlayamaz. Belli bir açıdan, görüntüleme yöntemleri de dokunun yapısı ve bileşimi hakkında bilgi sağladıkları için EIM ile daha yakından ilişkilidir. Ancak bir anlamda, sadece nicel bir çıktı sağlamak yerine ayrıntılı görüntü segmentasyonu ve uzman analizi gerektiren çok fazla veri sağlarlar. Dahası, karmaşıklıkları göz önüne alındığında, görüntüleme teknikleri hem kullanılan donanım hem de yazılımın özelliklerinden de büyük ölçüde etkilenir ve ideal olarak veri kümelerinin karşılaştırılabilmesi için aynı sistemlerin kullanılmasını gerektirir. Buna karşılık, EIM’nin çok daha basit olması, bu teknik sorunlardan daha az etkilendiği ve herhangi bir görüntü işleme veya uzman analizi gerektirmediği anlamına gelir.
Aşağıdaki protokol, hem noninvaziv (yüzey dizisi) hem de minimal invaziv (subdermal iğne dizisi) tekniklerin yanı sıra taze eksize edilmiş kas üzerinde ex vivo EIM kullanılarak sıçanlarda ve farelerde in vivo EIM’nin nasıl gerçekleştirileceğini göstermektedir.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bu makale, hem in vivo hem de ex vivo kemirgenlerde EIM gerçekleştirmek için temel yöntemleri sunmaktadır. Güvenilir ölçümler elde etmek için, bir dizi adımın gerçekleştirilmesi çok önemlidir. İlk olarak, her kasın hastalıklara, tedaviye ve patolojiye farklı yanıtları olacağından, ilgilenilen kası doğru bir şekilde tanımlamanız gerekir. Bir kas (örneğin, gastroknemius) üzerinde elde edilen verilerin başka bir kasta (örneğin, tibialis anterior) aynı bilgiyi sağlamayac…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Bu çalışma Charley’s Fund ve NIH R01NS055099 tarafından desteklenmiştir.
Materials
| 3D Printer | Formlabs Inc. | Form 2 Desktop | 3D printer |
| 3D Printer | Shenzhen Creality 3D Technology Co. LTD | Creality Ender 3 V2 | 3D printer |
| 3M Micropore surgical tape | Fisher | 19-027761 and 19-061655 | models 1530-0 and 1530-1 |
| 3M TRANSPORE surgical tape | Fisher | 18-999-380 and 18-999-381 | models 1527-0 and 1527-1 |
| Connector header vertical 10 POS 1 mm spacing | Digi-Key (Sullins connector solution) | S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK) | Plastic spacer 1 mm holes for the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
| Cotton-tipped applicators | Fisher | 22-363-172 | |
| Dental Wax | Fisher | NC9377103 | |
| Depilatory agent | NAIR | NA | hair remover lotion with softening baby oil |
| Dumont #7b Forceps | Fine Science Tools | No. 11270-20 | Used for dissection, Style: #7b, Tip Shape: Curved, Tips: Standard, Tip Dimensions: 0.17 mm x 0.1 mm, Alloy/Material: Inox, Length: 11 cm |
| Electronic Digital Caliper | Fisher | 14-648-17 | Used to measure out the dimensions of the Gastrocnemius muscle |
| Epoxy adhesive dual cartridge 4 min work life | Devcon | series 14265, model 2217 | Glue used in the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
| Ex vivo dielectric impedance cell | Custom | NA | Dielectric cells were 3D printed in the Rutkove laboratory |
| Graefe Forceps | Fine Science Tools | No. 11051-10 | Used for muscle to place and adjust, Length: 10 cm, Tip Shape: Curved, Tips: Serrated, Tip Width: 0.8 mm, Tip Dimensions: 0.8 mm x 0.7 mm, Alloy/Material |
| Hair clipper | Amazon | NA | Wahl professional animal BravMini+ |
| Impedance Animal Device | Myolex | EIM1103 | mView system – investigational electrical impedance myography device for use in animal research |
| In vivo needle arrays | Custom | NA | Custom arrays using 27 G subdermal needles from Ambu. The construction was finalized using a 3D printer in the Rutkove laboratory |
| In vivo surface array | Custom | NA | The in vivo surface array was printed and assembled in the Rutkove laboratory |
| Isoflurane | Patterson Veterinary Supplies | 07-893-8441 (NDC: 46066-755-04) | Pivetal – 250 mL bottle |
| Non-woven gauze | Fisher | 22-028-559 | 2 x 2 inch |
| Polystyrene Weighing Dishes | Fisher | S67090A | Dimensions (L x W x H): 88.9 mm x 88.9 mm x 25.4 mm |
| Razor Blades | Fisher | 12-640 | Used to cut muscle to right dimensions, Single-edge carbon steel blades |
| Student Fine Scissors | Fine Science Tools | No. 91460-11 | Used for dissection, Tips: Sharp-Sharp, Alloy/Material: Student Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight, Cutting Edge: 20 mm, Length: 11.5 cm, Feature: Student Quality |
| Subdermal needles 27 G Neuroline | Ambu | 745 12-50/24 | Needles used in the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
| Surgical Scissors – Sharp | Fine Science Tools | No. 14002-13 | Used to cut skin, Tips: Sharp-Sharp, Alloy/Material: Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight, Cutting Edge: 42 mm, Length: 13 cm |
| TECA ELITE monopolar needle electrodes | Natus | 902-DMG50-S | 0.46 mm diameter (26 G). Blue hub |
| Teknova 0.9% saline solution | Fisher | S5815 | 1000 mL sterile |
References
- Rutkove, S. B., Sanchez, B. Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405 (2019).
- Rutkove, S. B. Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions. Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).
- Sanchez, B., Rutkove, S. B. Present uses, future applications, and technical underpinnings of electrical impedance myography. Current Neurology and Neuroscience Reports. 17 (11), 86 (2017).
- Garmirian, L. P., Chin, A. B., Rutkove, S. B. Discriminating neurogenic from myopathic disease via measurement of muscle anisotropy. Muscle & Nerve. 39 (1), 16-24 (2009).
- Rutkove, S. B., et al. Loss of electrical anisotropy is an unrecognized feature of dystrophic muscle that may serve as a convenient index of disease status. Clinical Neurophysiology. 127 (12), 3546-3551 (2016).
- Wang, L. L., et al. Assessment of alterations in the electrical impedance of muscle after experimental nerve injury via finite-element analysis. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (6), 1585-1591 (2011).
- Katirji, B., Ruff, R. L., Kaminski, H. J. . Neuromuscular Disorders in Clinical Practice. , (2014).
- Rutkove, S. B., et al. Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy. Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).
- Semple, C., et al. Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs. Frontiers in Physiology. 11, 557796 (2020).
- Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle. Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).
- Clark, B. C., Rutkove, S., Lupton, E. C., Padilla, C. J., Arnold, W. D. Potential utility of electrical impedance myography in evaluating age-related skeletal muscle function deficits. Frontiers in Physiology. 12, 666964 (2021).
- Kapur, K., et al. Predicting myofiber size with electrical impedance myography: A study in immature mice. Muscle and Nerve. 58 (1), 106-113 (2018).
- Kapur, K., Nagy, J. A., Taylor, R. S., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Estimating myofiber size with electrical impedance myography: a study in amyotrophic lateral sclerosis mice. Muscle and Nerve. 58 (5), 713-717 (2018).
- Mortreux, M., Semple, C., Riveros, D., Nagy, J. A., Rutkove, S. B. Electrical impedance myography for the detection of muscle inflammation induced by λ-carrageenan. PLoS ONE. 14 (10), 0223265 (2019).
- Pandeya, S. R., et al. Predicting myofiber cross-sectional area and triglyceride content with electrical impedance myography: A study in db/db mice. Muscle and Nerve. 63 (1), 127-140 (2021).
- Pandeya, S. R., et al. Estimating myofiber cross-sectional area and connective tissue deposition with electrical impedance myography: A study in D2-mdx mice. Muscle & Nerve. 63 (6), 941-950 (2021).
- Stålberg, E., et al. Standards for quantification of EMG and neurography. Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1688-1729 (2019).
- Theodorou, D. J., Theodorou, S. J., Kakitsubata, Y. Skeletal muscle disease: Patterns of MRI appearances. British Journal of Radiology. 85 (1020), 1298-1308 (2012).
- Simon, N. G., Noto, Y., Zaidman, C. M. Skeletal muscle imaging in neuromuscular disease. Journal of Clinical Neuroscience. 33, 1-10 (2016).
- Kwon, H., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance myography needle electrodes. Physiological Measurement. 38 (9), 1748-1765 (2017).
- Kwon, H., Di Cristina, J. F., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance-electromyography needle electrodes. Physiological Measurement. 39 (5), 055005 (2018).
- Rutkove, S. B., et al. Characterizing spinal muscular atrophy with electrical impedance myography. Muscle and Nerve. 42 (6), 915-921 (2010).
- Schwartz, S., et al. Optimizing electrical impedance myography measurements by using a multifrequency ratio: A study in Duchenne muscular dystrophy. Clinical Neurophysiology. 126 (1), 202-208 (2015).
- Li, J., Pacheck, A., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Single and modeled multifrequency electrical impedance myography parameters and their relationship to force production in the ALS SOD1G93A mouse. Amyotrophic Lateral Sclerosis and Frontotemporal Degeneration. 17 (5-6), 397-403 (2016).
- Hu, N., et al. Antisense oligonucleotide and adjuvant exercise therapy reverse fatigue in old mice with myotonic dystrophy. Molecular Therapy – Nucleic Acids. 23, 393-405 (2021).
- Sanchez, B., et al. Non-invasive assessment of muscle injury in healthy and dystrophic animals with electrical impedance myography. Muscle & Nerve. 56 (6), 85-94 (2017).
- Sanchez, B., Li, J., Bragos, R., Rutkove, S. B. Differentiation of the intracellular structure of slow- versus fast-twitch muscle fibers through evaluation of the dielectric properties of tissue. Physics in Medicine and Biology. 59 (10), 2369-2380 (2014).
- Shefner, J. M., et al. Assessing ALS progression with a dedicated electrical impedance myography system. Amyotrophic Lateral Sclerosis & Frontotemporal Degeneration. 19 (7-8), 555-561 (2018).
- Lungu, C., et al. Quantifying muscle asymmetries in cervical dystonia with electrical impedance: a preliminary assessment. Clinical Neurophysiology. 122 (5), 1027-1031 (2011).
- Wang, Y., et al. Electrical impedance myography for assessing paraspinal muscles of patients with low back pain. Journal of Electrical Bioimpedance. 10 (1), 103-109 (2019).
- Leitner, M. L., et al. Electrical impedance myography for reducing sample size in Duchenne muscular dystrophy trials. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (1), 4-14 (2020).
- Rutkove, S. B., et al. Improved ALS clinical trials through frequent at-home self-assessment: a proof of concept study. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (7), 1148-1157 (2020).
