Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Bioengineering
Click here for the English version

Bioengineering

بناء نموذج لخلية عضلية ملساء للشريان الأورطي البشري على رقاقة لتلخيص الإجهاد الميكانيكي الحيوي في جدار الأبهر

Published: July 6, 2022 doi: 10.3791/64122
Automatic Translation
*1, *1, *1, 1, 2, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1
1Department of Cardiac Surgery and Shanghai Institute of Cardiovascular Diseases, Zhongshan Hospital, Fudan University, 2Institutes of Biomedical Sciences and the Shanghai Key Laboratory of Medical Epigenetics, Shanghai Medical College, Fudan University
* These authors contributed equally

Summary

هنا ، قمنا بتطوير نموذج خلية عضلية ملساء للشريان الأورطي البشري على رقاقة لتكرار السلالة الميكانيكية الحيوية في الجسم الحي لخلايا العضلات الملساء في جدار الأبهر البشري.

Abstract

تم استخدام تقنيات زراعة الخلايا ثنائية الأبعاد التقليدية والنماذج الحيوانية في دراسة تمدد الأوعية الدموية الأبهري الصدري البشري وتسلخه (TAAD). ومع ذلك ، لا يمكن في بعض الأحيان وصف TAAD البشري بالنماذج الحيوانية. هناك فجوة واضحة بين الأنواع بين الدراسات البشرية السريرية والتجارب على الحيوانات التي قد تعيق اكتشاف الأدوية العلاجية. في المقابل ، فإن نموذج زراعة الخلايا التقليدي غير قادر على محاكاة المحفزات الميكانيكية الحيوية في الجسم الحي . تحقيقا لهذه الغاية ، تطورت تقنيات التصنيع الدقيق والموائع الدقيقة بشكل كبير في السنوات الأخيرة ، مما يوفر تقنيات جديدة لإنشاء نماذج عضوية على رقاقة تكرر البيئة المكروية الميكانيكية الحيوية. في هذه الدراسة ، تم تطوير نموذج خلية العضلات الملساء للشريان الأورطي البشري (HASMC-OOC) لمحاكاة المعلمات الفيزيولوجية المرضية للميكانيكا الحيوية الأبهرية ، بما في ذلك سعة وتواتر الإجهاد الدوري الذي تعاني منه خلايا العضلات الملساء الأبهرية البشرية (HASMCs) التي تلعب دورا حيويا في TAAD. في هذا النموذج ، أصبح مورفولوجيا HASMCs ممدودا في الشكل ، ومحاذاة عموديا على اتجاه الإجهاد ، وقدم نمطا ظاهريا أكثر انقباضا في ظل ظروف الإجهاد مقارنة بالظروف التقليدية الساكنة. كان هذا متسقا مع اتجاه الخلية والنمط الظاهري في جدران الأبهر البشرية الأصلية. بالإضافة إلى ذلك ، باستخدام TAAD (BAV-TAAD) المرتبط بالصمام الأبهري ثنائي الشرف و TAAD (TAV-TAAD) الأولي المرتبط بالصمام الأبهري ثلاثي الشرف (TAV-TAAD) HASMCs المشتق من المريض ، أنشأنا نماذج مرض BAV-TAAD و TAV-TAAD ، والتي تكرر خصائص HASMC في TAAD. يوفر نموذج HASMC-OOC منصة جديدة في المختبر مكملة للنماذج الحيوانية لمزيد من استكشاف التسبب في TAAD واكتشاف الأهداف العلاجية.

Introduction

تمدد الأوعية الدموية الأبهري الصدري وتسلخه (TAAD) هو توسع موضعي أو تفريغ لجدار الأبهر المرتبط بارتفاع معدلات المراضة والوفيات1. تلعب خلايا العضلات الملساء الأبهرية البشرية (HASMCs) دورا حيويا في التسبب في TAAD. HASMCs ليست خلايا متمايزة نهائيا ، وتحتفظ HASMCs بمرونة عالية ، مما يسمح لها بتبديل الأنماط الظاهرية استجابة للمحفزات المختلفة2. تتعرض HASMCs بشكل أساسي لإجهاد الشد الإيقاعي في الجسم الحي ، وهذا أحد العوامل الرئيسية التي تنظم التغيرات المورفولوجية للعضلات الملساء والتمايز والوظائف الفسيولوجية 3,4. لذلك ، لا يمكن تجاهل دور الإجهاد الدوري في دراسة HASMCs. ومع ذلك ، لا يمكن لمزارع الخلايا التقليدية 2D تكرار التحفيز الميكانيكي الحيوي للسلالة الدورية التي تعاني منها HASMCs في الجسم الحي. بالإضافة إلى ذلك ، فإن بناء نموذج TAAD الحيواني غير مناسب لبعض أنواع TAAD ، مثل TAAD المرتبط بالصمام الأبهري ثنائي الشرف (BAV). علاوة على ذلك ، لا يمكن تجاهل فجوة الأنواع بين الدراسات البشرية السريرية والتجارب على الحيوانات. يعيق الترجمة الصيدلانية في الممارسة السريرية. وبالتالي ، هناك حاجة ملحة لأنظمة أكثر تعقيدا وفسيولوجية لمحاكاة البيئة الميكانيكية الحيوية في الجسم الحي في البحث عن أمراض الأبهر.

التجارب على الحيوانات المستخدمة في البحوث الطبية الحيوية وتطوير الأدوية مكلفة وتستغرق وقتا طويلا ومشكوك فيها أخلاقيا. بالإضافة إلى ذلك ، غالبا ما تفشل نتائج الدراسات على الحيوانات في التنبؤ بالنتائج التي تم الحصول عليها في التجارب السريرية البشرية 5,6. أدى عدم وجود نماذج بشرية قبل السريرية وارتفاع معدل الفشل في التجارب السريرية إلى عدد قليل من الأدوية الفعالة للعيادة ، مما أدى إلى زيادة تكاليف الرعاية الصحية7. وبالتالي ، من الضروري إيجاد نماذج تجريبية أخرى لاستكمال النماذج الحيوانية. تطورت تقنيات التصنيع الدقيق والموائع الدقيقة بشكل كبير في السنوات الأخيرة ، مما يوفر تقنيات جديدة لإنشاء نماذج عضوية على رقاقة تعالج عيوب تقنيات زراعة الخلايا التقليدية 2D وإنشاء نموذج أكثر واقعية ومنخفض التكلفة وفعال في المختبر للدراسات الفسيولوجية وتطوير الأدوية. باستخدام أجهزة الموائع الدقيقة ، يتم إنشاء أعضاء على رقائق لزراعة الخلايا الحية في غرف بحجم ميكرومتر مع محفزات مختلفة لتكرار الوظائف الرئيسية للنسيج أو العضو. يتكون النظام من قنوات دقيقة مفردة أو متعددة من الموائع الدقيقة ، مع نوع واحد من الخلايا المستزرعة في غرفة منخرطة تكرر وظائف نوع واحد من الأنسجة أو أنواع خلايا مختلفة مستزرعة على أغشية مسامية لإعادة إنشاء واجهات بين الأنسجة المختلفة. تتمتع الكائنات العضوية القائمة على الموائع الدقيقة جنبا إلى جنب مع الخلايا المشتقة من المريض بميزة فريدة تتمثل في سد الفرق الكبير بين الأنواع الكبيرة بين نماذج أمراض الفئران والبشر والتغلب على عيوب زراعة الخلايا التقليدية 2D لأبحاث آلية المرض واكتشاف الأدوية. مع التطور السريع للموائع الدقيقة في السنوات القليلة الماضية ، أدرك الباحثون فائدة نماذج الأعضاء على الرقاقة في المختبر (OOC) التي تكرر المعلمات البيولوجية المعقدة في الجسم الحي 8. تحاكي هذه الكائنات العضوية الموائع الدقيقة البيئات الميكانيكية الحيوية في المختبر ، مثل الإجهاد الدوري ، وإجهاد القص ، وضغط السائل ، مما يوفر بيئة زراعة خلايا ثلاثية الأبعاد (3D). حتى الآن ، تم إنشاء العديد من نماذج OOC لمحاكاة المحفزات الميكانيكية الحيوية في أعضاء مثل الرئة9 والكلى 10 والكبد 11 والأمعاء12 والقلب 13 ، ولكن لم يتم تطبيقها على نطاق واسع لدراسة مرض الأبهر البشري.

في هذه الدراسة ، نقدم نموذج خلية عضلية ملساء للشريان الأورطي البشري (HASMC-OOC) يمكنه التحكم في القوى الميكانيكية الحيوية والإيقاعات المطبقة على HASMCs الأولية المشتقة من المريض TAAD. تتكون الشريحة من ألواح سميكة ثلاثية الطبقات من polydimethylsiloxane (PDMS) محفورة بقنوات واثنين من أغشية PDMS عالية المرونة التجارية. يتم استزراع HASMCs على أغشية PDMS. تمتلئ القناة الموجودة في منتصف الشريحة بوسط ثقافة لزراعة الخلايا. يتم توصيل القنوات العلوية والسفلية للرقاقة بنظام إمداد ضغط الفراغ الذي يمكنه التحكم في إيقاع وتواتر إجهاد الشد الميكانيكي لأغشية PDMS. يمكن محاكاة الإجهاد الإيقاعي الذي تعاني منه HASMCs في HASMC-OOC ، وتكرار البيئة المكروية الميكانيكية الحيوية للأنسجة أو الأعضاء التي لا يمكن تحقيقها وظيفيا باستخدام أنظمة الثقافة التقليدية 2D. مع الاستفادة من التصوير عالي الدقة ، في الوقت الحقيقي ، والبيئة الدقيقة الميكانيكية الحيوية ، يمكن دراسة الأنشطة البيوكيميائية والجينية والأيضية للخلايا الحية لتطوير الأنسجة ، وفسيولوجيا الأعضاء ، ومسببات الأمراض ، والآليات الجزيئية وتحديد العلامات الحيوية ، وأمراض القلب والأوعية الدموية وأمراض الأبهر. إلى جانب الخلايا الخاصة بالأنسجة والمريض ، يمكن استخدام هذا النظام لفحص الأدوية والطب الشخصي واختبار السمية. يوفر نموذج HASMC-OOC هذا منصة جديدة في المختبر لدراسة التسبب في مرض الأبهر.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

تم استخدام عينات الأبهر البشري لعزل HASMC الأولي بموجب موافقة مستشفى تشونغشان ، لجنة أخلاقيات جامعة فودان (NO. B2020-158). تم جمع عينات الأبهر من المرضى الذين خضعوا لجراحة الشريان الأورطي الصاعد في مستشفى تشونغشان ، جامعة فودان. تم الحصول على موافقة خطية مستنيرة من جميع المرضى قبل المشاركة.

1. عزل خلايا العضلات الملساء الأبهرية البشرية الأولية

  1. اغسل المنطقة الجانبية اليمنى من الشريان الأورطي الصاعد باستخدام PBS المعقم ، 1x-2x.
  2. قم بإزالة طبقات intima و adventitia من الأنسجة باستخدام ملقطين عينيين واحتفظ بطبقة الوسائط لحصاد الخلايا.
  3. ضع طبقة الوسائط على طبق استزراع 10 سم وقطعها إلى قطع صغيرة (2-3 مم) بالمقص. أضف 5 مل من وسط زراعة الخلايا العضلية الملساء (SMCM) الذي يحتوي على 10٪ FBS و 1٪ بنسلين-ستربتومايسين.
  4. انقل الأنسجة الصغيرة إلى زجاجة الثقافة باستخدام قطارة معقمة ، وانشر الأنسجة بالتساوي. تخلص من وسط الثقافة قدر الإمكان ، ثم اقلب الزجاجة رأسا على عقب.
  5. أضف 2 مل من SMCM إلى زجاجة الثقافة المقلوبة وضعها في الحاضنة (5٪ CO 2) عند 37 درجة مئوية لمدة 1-2 ساعة ، ثم اقلبها ببطء إلى الجانب الأيمن لأعلى وأضف2 مل أخرى من SMCM.
  6. بعد 5-7 أيام من الحضانة ، استبدل SMCM ب 4 مل من SMCM الطازج. عموما، خلايا العضلات الملساء متفرقة تتسلق في حوالي 2 أسابيع.
  7. تخلص ببطء من SMCM وأضفه ببطء عند تغيير الوسيط. نقل زجاجة الثقافة ببطء عند الانتقال إلى محطة المجهر ؛ خلاف ذلك ، سوف تطفو الأنسجة ، وسوف تنمو الخلايا ببطء.
  8. عندما تصل الخلايا إلى ما يقرب من 80 ٪ من التقاء ، تغسل مع 2 مل من PBS ، وهضم مع 2 مل من 0.25 ٪ من التربسين ، وتقسيمها إلى زجاجتين ثقافة جديدة مع 4 مل من SMCM الطازجة.
  9. تحديد الخلايا من خلال تحليل التألق المناعي لأربع علامات محددة مختلفة لخلايا العضلات الملساء (CNN1 ، SM22) 14.

2. إعداد رقاقة PDMS

  1. لبلمرة PDMS ، أضف عامل المعالجة (المكون B) إلى القاعدة (المكون A) بنسبة وزن A: B = 10: 1 w / w واخلط المركب تماما لمدة 5 دقائق ؛ يعتمد الحجم على حاجة الدراسة.
  2. ضع جل PDMS المحضر في خزان شفط فراغ لمدة 30-60 دقيقة وحافظ على الضغط أقل من -0.8 ميجا باسكال.
    ملاحظة: سيؤدي الضغط العالي إلى عدم كفاية استخراج الفقاعات الصغيرة داخل هلام PDMS والتي ستؤثر على الخطوة التالية من تصنيع الرقائق.
  3. باستخدام برنامج التصميم بمساعدة الكمبيوتر (CAD) ، صمم القالب بهيكل إطار خارجي 100 مم × 40 مم × 8 مم وقناة 70 مم × 6 مم × 4 مم.
  4. اصنع قوالب الطبقات الثلاث باستخدام آلة نقش تحكم رقمي عالية الدقة بالكمبيوتر. قم بنحت إطار القوالب والقنوات الدقيقة باستخدام ألواح بولي ميثيل ميثاكريلات (PMMA) ، ثم قم بلصقها على لوحة PMMA أخرى.
  5. صب هلام PDMS المحضر على قالب بإطار خارجي 100 مم × 40 مم × 6 مم و 70 مم × 6 مم × 4 مم ، ثم قم بالربط المتقاطع عند 70 درجة مئوية لمدة 1-2 ساعة.
  6. انزع ألواح PDMS المتشابكة من القالب وقطع أغشية PDMS التجارية إلى أقسام 100 مم × 40 مم.
  7. عالج ألواح PDMS الثلاثة المحضرة وأغشية PDMS ببلازما الأكسجين لمدة 5 دقائق لتنشيط سطح PDMS. قم بتطبيق الإعدادات المحددة التالية: هواء الغرفة كغاز العملية ؛ ضبط الضغط على -100 كيلو باسكال ؛ المجموعة الحالية إلى 180-200 مللي أمبير ؛ ضبط الجهد على 200 فولت ؛ وقت العملية إلى 5 دقائق.
  8. قم بعمل ثقوب على ألواح PDMS الثلاثة باستخدام ثقب ثقب 1 مم لعمل مدخل ومخرج الهواء والقنوات الدقيقة المتوسطة على شريحة PDMS.
  9. ربط ثلاثة ألواح PDMS واثنين من أغشية PDMS معا بالترتيب: بلاطة PDMS للقناة الهوائية (الطبقة العليا) - غشاء PDMS - بلاطة PDMS متوسطة القناة (الطبقة الوسطى) - غشاء PDMS - بلاطة PDMS للقناة الهوائية (الطبقة السفلية). نفذ هذه الخطوة تحت مجهر مجسم بمعدل 4x لتداخل القنوات الدقيقة الهوائية بالكامل مع القنوات الدقيقة المتوسطة.
  10. ضع شريحة PDMS المجمعة في حاضنة 70 درجة مئوية لمدة 1 ساعة.
  11. قم بإعداد عدة خراطيم لاتكس بقطر داخلي 1 مم وطول 3 سم. أدخل قطرا خارجيا 1 مم وإبرة من الفولاذ المقاوم للصدأ بطول 1 سم في أحد طرفي الخرطوم المعد ، ثم أدخل Luer في الطرف الآخر من الخرطوم لإنشاء الأنبوب المتصل بالهواء والقنوات الدقيقة المتوسطة لشريحة PDMS.
  12. أدخل الأنابيب المعدة في منافذ ومداخل الهواء والقنوات الدقيقة المتوسطة على شريحة PDMS.

3. المعالجة السطحية رقاقة PDMS والتعقيم

  1. اغرس 2 مل من 80 مجم / مل من كولاجين الفأر في القناة الدقيقة المتوسطة لشريحة PDMS باستخدام حقنة سعة 2 مل واحتضانها في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة.
  2. بعد الحضانة ، قم بإزالة الكولاجين من القناة وتذكر باستخدام حقنة 2 مل. ضع رقائق PDMS المغلفة بالكولاجين في حاضنة 60 درجة مئوية طوال الليل.
  3. ضع رقائق PDMS في معقم للأشعة فوق البنفسجية لأكثر من 1 ساعة. ضع رقائق PDMS المعقمة على مقعد فائق النظافة استعدادا لتجربة الخلية.

4. بذر الخلية على رقاقة PDMS وعملية تمدد الخلية

  1. مزرعة 4 × 10 5 خلايا العضلات الملساء البشرية الأولية (HASMCs) من المرضى الذين يستخدمون وسط خلايا العضلات الملساء (SMCM) الذي يحتوي على 2٪ مصل بقري جنيني (FBS) و 1٪ بنسلين-ستربتومايسين في حاضنة5 ٪ CO2 عند 37 درجة مئوية.
  2. عندما تصل كثافة HASMC إلى 80٪ ، تخلص من SMCM واغسل الخلايا ب 2 مل من PBS.
  3. هضم الخلايا باستخدام 1 مل من 0.25٪ تربسين لمدة 2 دقيقة وأجهزة طرد مركزي عند 100 × جم لمدة 5 دقائق. قم بإزالة المادة الطافية وأعد تعليق حبيبات الخلية في 1 مل من SMCM الطازج. استخدم 8 مل من SMCM لزراعة الخلايا على طبق استزراع 10 سم.
  4. احسب رقم الخلية باستخدام مقياس خلوي واستخدم الخلايا بتركيز نهائي قدره 2 × 105 خلايا / مل.
  5. صب ببطء 2 مل من PBS في القناة الدقيقة المتوسطة لرقاقة PDMS المغلفة بالكولاجين والمعقمة وتخلص منها لاحقا باستخدام حقنة سعة 2 مل.
  6. صب ببطء ما مجموعه 2 مل من 2 × 105 خلايا / مل تعليق HASMC في القناة الدقيقة المتوسطة لشريحة PDMS باستخدام حقنة 2 مل. ثم أغلق Luer عند مدخل ومخرج شريحة PDMS. ضع شريحة PDMS في حاضنة (5٪ CO2) عند 37 درجة مئوية لمدة يوم واحد.
  7. بعد توصيل الخلايا بغشاء PDMS في شريحة PDMS ، بعد 24 ساعة تقريبا ، قم بتوصيل مخرج القناة الدقيقة الهوائية على شريحة PDMS بنظام التحكم في الفراغ. عندما يتم إرفاق الخلية ، يمكن رؤية شكل خلوي طبيعي ممدود تحت المجهر ، على النقيض من الخلايا المستديرة المعلقة.
  8. قم بتشغيل صمام الملف اللولبي ومضخة التفريغ. افتح منظم التفريغ واضبط مستوى الضغط على 10 كيلو باسكال لإجهاد 7.18 ± 0.44٪ و 15 كيلو باسكال لإجهاد 17.28 ± 0.91٪.
  9. بعد ضبط معلمات نظام التحكم ، ضع رقائق PDMS في حاضنة (5٪ CO2) عند 37 درجة مئوية وتمتد لمدة 24 ساعة.

5. إعداد نظام التحكم الميكانيكي

  1. قم بإعداد العديد من صمامات الملف اللولبي ، ومرشحات الفراغ ، ومنظمات التفريغ ، ومضخة التفريغ ، والمضخة التمعجية ، ووحدة التحكم المنطقية القابلة للبرمجة (PLC) التي تتحكم في صمام الملف اللولبي.
  2. قم ببرمجة وحدة تحكم PLC واضبط الفاصل الزمني للتشغيل / الإيقاف على 1 هرتز. قم بتوصيل صمامات الملف اللولبي بوحدة التحكم المبرمجة.
  3. قم بتوصيل مدخل مضخة التفريغ بمرشحات التفريغ ، ثم قم بتوصيل مخرج مرشحات الفراغ بمنظمات التفريغ. قم بتوصيل مخرج منظمات التفريغ بصمامات الملف اللولبي ، وأخيرا ، قم بتوصيل مخرج صمامات الملف اللولبي بمنافذ القنوات الهوائية الدقيقة لرقائق PDMS.
  4. قم بتوصيل مخرج المضخة التمعجية بمدخل القناة الدقيقة المتوسطة لشريحة PDMS ومدخل المضخة التمعجية بمخرج شريحة PDMS ذات القناة الدقيقة المتوسطة لاستبدال وسط الاستزراع والتعامل مع الأدوية.
  5. اضبط سعة الإجهاد بواسطة المنظم وتردد الإجهاد بواسطة المتحكم الدقيق.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

يتكون نموذج HASMC-OOC من نظام التحكم في الفراغ ، ونظام الدوران ، ورقائق PDMS ، والتصميم التخطيطي لنموذج HASMC-OOC (الشكل 1). يتكون نظام التحكم في الفراغ من مضخة تفريغ وصمامات ملف لولبي ووحدة تحكم PLC. للعمل كنظام دائري ، تم استخدام مضخة تمعجية لتحديث وسط زراعة الخلايا وإضافة الأدوية. تتكون شريحة PDMS من غرفتين مفرغتين وغرفة متوسطة مملوءة ب SMCM لنمو الخلايا. وفقا لتصميم هيكل الرقاقة ، تم تحضير قالب PMMA ، وتم تحضير ألواح PDMS الثلاثة عن طريق صبها في قوالب والربط المتقاطع عند 70 درجة مئوية لمدة 2 ساعة. بعد العلاج بالبلازما ، تم ربط ألواح PDMS الثلاثة وأغشية PDMS معا (الشكل 2). عندما تم تحضير رقائق PDMS ، تم استزراع HASMCs على غشاء PDMS في الشريحة ، وتم توصيل رقائق PDMS بنظام التحكم في الفراغ ونظام الدوران. يظهر رسم تخطيطي للنظام بأكمله في الشكل التكميلي 1. تظهر معلمات رقاقة PDMS في الشكل 3A ، وتظهر الخواص الميكانيكية لغشاء PDMS في الشكل 3B. لتحديد سلالات الشد لغشاء PDMS ، التقطنا التشوهات في الوقت الفعلي لأغشية PDMS من عرض مقطعي لنموذج الموائع الدقيقة ، مع ضغوط فراغ تبلغ 0 كيلو باسكال و 10 كيلو باسكال و 15 كيلو باسكال و 20 كيلو باسكال و 25 كيلو باسكال و 30 كيلو باسكال. قمنا أيضا بقياس التغيرات في الطول لتقييم حجم إجهاد غشاء PDMS في عرض قناة استزراع مختلفة تبلغ 2 مم و 4 مم و 6 مم (الشكل 3C-E). تم استخدام القنوات الدقيقة بعرض 6 مم في شريحة PDMS. أظهرت النتائج أن ضغط الفراغ البالغ 10 كيلو باسكال ناتج عن 7.18 ± 0.44٪ إجهاد و 15 كيلو باسكال ناتج عن إجهاد 17.28 ± 0.91٪ (الشكل 3E).

للتحقق من صلاحية الخلية لخط خلية HASMC (CRL1999) في شريحة PDMS ، تم إجراء اختبار LIVE / DEAD في اليومين 3 و 5 بعد زراعة الخلايا. أظهرت النتائج أن صلاحية الخلية كانت أعلى من 90٪ في اليوم 3 واليوم 5 (الشكل 4 أ). أظهر تلطيخ الهيكل الخلوي (F-actin) ل CRL1999 في شريحة PDMS مورفولوجيا طبيعية للخلايا وخلايا محاذاة بشكل عمودي على السلالة بعد التمدد لمدة 24 ساعة (الشكل 4B-C). تم إجراء تلطيخ التألق المناعي للعلامات المقلصة SM22 و CNN1 باستخدام HASMC-OOC بعد 24 ساعة من الإجهاد الإيقاعي (الشكل 4D-E). للبدء ، تم سكب 2 مل من PBS ببطء في القناة والتخلص منها باستخدام حقنة سعة 2 مل. بعد ذلك ، تم سكب 2 مل من 4٪ (v / v) بارافورمالدهيد في القناة وحضنت لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. بعد ذلك ، تم سكب 2 مل من 0.2٪ (v / v) Triton X-100 في القناة بواسطة حقنة سعة 2 مل وتم تحضينها لمدة 15 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. تبع ذلك سكب 2 مل من PBS ببطء في القناة والتخلص منها بواسطة حقنة سعة 2 مل بعد غسل الخلايا. بعد ذلك ، تم سكب 2 مل من 5٪ (وزن / حجم) من ألبومين مصل الأبقار ببطء في القناة وحضنها لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. بعد ذلك ، تم سكب 1 مل من الجسم المضاد SM22 أو CNN1 ببطء في القناة وحضنها طوال الليل عند 4 درجات مئوية. بعد الحضانة ، تم سكب 1 مل من الجسم المضاد الثانوي المضاد للأرانب في الماعز ببطء في القناة وحضنت لمدة 1 ساعة في درجة حرارة الغرفة. أخيرا ، تم سكب 1 مل من محلول DAPI ببطء في القناة وحضنها لمدة 10 دقائق في درجة حرارة الغرفة. أظهرت النتائج أن شدة التألق ل SM22 و CNN1 في ظل ظروف الإجهاد كانت أعلى من تلك الموجودة في ظل الظروف الثابتة (الشكل 4F). بالمقارنة مع الظروف الساكنة ، تم تنظيم جينات SM22 و CNN1 في HASMCs في ظروف الإجهاد (الشكل 4G). تشير هذه البيانات إلى أن CRL1999 محاذاة عموديا على اتجاه الإجهاد وأن النمط الظاهري المقلص كان أكثر وضوحا في ظل ظروف الإجهاد منه في ظل زراعة الخلايا التقليدية في ظل ظروف ثابتة.

باستخدام نماذج مرض TAAD (BAV-TAAD) المرتبطة بالصمام الأبهري ثنائي الشرف و TAAD (TAV-TAAD) الأولية المشتقة من المريض من الصمام الأبهري ثلاثي الشرف ، أنشأنا نماذج مرض BAV-TAAD و TAV-TAAD. أظهرت نتائج تلطيخ F-actin ل BAV-TAAD و TAV-TAAD الأولية المشتقة من المريض HASMCs مورفولوجيا طبيعية للخلايا وخلايا محاذاة عموديا على اتجاه الإجهاد بعد التمدد لمدة 24 ساعة (الشكل 5A-B). أظهر تلطيخ التألق المناعي أن تعبير SM22 و CNN1 في BAV-TAAD و TAV-TAAD الأولي المشتق من المريض HASMCs كان أعلى في ظل ظروف الإجهاد منه في ظل الظروف الثابتة (الشكل 5C-G ، I). تم تنظيم مستويات التعبير الجيني ل SM22 و CNN1 في BAV-TAAD و TAV-TAAD الأولية المشتقة من المريض HASMCs في ظل ظروف الإجهاد على عكس الظروف الثابتة (الشكل 5H ، J). كانت هذه النتائج في BAV-TAAD و TAV-TAAD الأولية المشتقة من المريض HASMCs في شريحة PDMS متسقة مع النتائج من خط خلايا HASMC CRL1999 ، مما يشير إلى أن الجمع بين HASMCs الأولية المشتقة من المريض ونموذج HASMC-OOC يكرر خصائص HASMC في TAAD ، والذي يوفر نموذج BAV-TAAD و TAV-TAAD في المختبر لمزيد من التحقيق في الآليات الجزيئية للمرض وفحص الأدوية.

Figure 1
الشكل 1: التصميم التخطيطي لنظام HASMC-OOC. يتكون النظام من نظام التحكم في الفراغ ونظام الدوران ورقائق PDMS. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

Figure 2
الشكل 2: إجراء تحضير رقاقة PDMS. تم سكب هلام PDMS في قالب PMMA وربطه عند 70 درجة مئوية لمدة 1-2 ساعة. بعد ذلك ، تمت معالجة ألواح PDMS الثلاثة وأغشية PDMS بالبلازما لمدة 5 دقائق وربطها معا. أخيرا ، تم تعقيم رقائق PDMS المحضرة ، وتم سكب تركيز 2 × 105 خلايا / مل تعليق HASMC ببطء في القناة الدقيقة المتوسطة لشريحة PDMS. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

Figure 3
الشكل 3: المعلمات التفصيلية والخصائص الميكانيكية لشريحة PDMS. (أ) المعلمات التفصيلية لشريحة PDMS. كان حجم لوح PDMS 100 مم × 40 مم × 6 مم ، وكان حجم القناة الدقيقة 70 مم × 6 مم × 4 مم. (ب) معلمات غشاء PDMS التجاري. سعة التمدد المحسوبة لغشاء PDMS عند ضغوط فراغ مختلفة لعرض microchannel 2 مم (C) و 4 مم (D) و 6 مم (E). تظهر البيانات متوسط ± الانحراف المعياري (SD). الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

Figure 4
الشكل 4: مورفولوجيا الخلية واتجاهها وتغيير النمط الظاهري ل HASMCs في ظل ظروف الإجهاد الدوري. (أ) صورة تمثيلية لمقايسة LIVE / DEAD في اليوم 3 واليوم 5 بعد خط خلية HASMC (CRL1999) على شريحة PDMS. (ب) تلطيخ F-actin ل CRL1999 في ظل ظروف ثابتة وإجهاد. (ج) اتجاه الخلية ل CRL1999 في ظل ظروف السكون والانفعال. صورة تمثيلية للتلطيخ المناعي ل SM22 (D) و CNN1 (E) في CRL1999 في ظل ظروف ثابتة وإجهاد. (F) الكثافة النسبية للتلطيخ المناعي ل SM22 و CNN1. (ز) تعبير SM22 وCNN1 mRNA في CRL1999 في ظل ظروف ساكنة وإجهاد. n = 3 ، * p < 0.05 ، ** p < 0.01 ، ***p < 0.001 ، ****p < 0.0001 ، تم استخدام اختبارات t للطالب ثنائي الطرف لمقارنة المجموعتين. تظهر البيانات متوسط ± SD. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 5
الشكل 5: مورفولوجيا الخلايا والتغيرات المظهرية في BAV-TAAD و TAV-TAAD المشتقة من المريض HASMC-OOC. صورة تمثيلية لتلطيخ F-actin ل HASMCs الأولية المشتقة من BAV-TAAD (A) و HASMCs الأولية المشتقة من TAV-TAAD (B) في ظل ظروف ثابتة وإجهاد. تلطيخ التألق المناعي SM22 في HASMCs الأولية المشتقة من BAV-TAAD (C) و HASMCs الأولية المشتقة من TAV-TAAD (D) في ظل ظروف ثابتة وإجهاد. صورة تمثيلية لتلطيخ التألق المناعي ل CNN1 في HASMCs الأولية المشتقة من BAV-TAAD (E) و HASMCs الأولية المشتقة من TAV-TAAD (F) في ظل ظروف ثابتة وإجهاد. (ز) الكثافة النسبية لتلطيخ التألق المناعي SM22 و CNN1 في HASMCs الأولية المشتقة من BAV-TAAD. (H) تعبير SM22 و CNN1 mRNA في HASMCs الأولية المشتقة من BAV-TAAD في ظل ظروف ثابتة وإجهاد. (I) الكثافة النسبية لتلطيخ التألق المناعي SM22 و CNN1 في HASMCs الأولية المشتقة من TAV-TAAD. (ي) تعبير SM22 و CNN1 mRNA في HASMCs الأولية المشتقة من TAV-TAAD في ظل ظروف ثابتة وإجهاد. n = 3 ، * p < 0.05 ، ** p < 0.01 ، ***p < 0.001 ، ****p < 0.0001 ، تم استخدام اختبارات t للطالب ثنائي الطرف لمقارنة المجموعتين. تظهر البيانات متوسط ± SD. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الشكل التكميلي 1: تعليمات تخطيطية لإعداد المعدات. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

مع التطور السريع لتكنولوجيا الموائع الدقيقة ، ظهرت نماذج OOC التي يمكنها تكرار الوظيفة البيولوجية وهيكل واحد أو أكثر من الأعضاء في المختبر في السنوات الأخيرة للتطبيقات في علم الأحياء والطب وعلم الأدوية15. يمكن ل OOC محاكاة الوظائف الرئيسية للبيئة المكروية الفسيولوجية البشرية ، وهي ضرورية لاستكشاف آليات المرض وتعزيز ترجمة الأدوية قبل السريرية8،16. على الرغم من أن OOC لا تزال في المراحل المبكرة وهناك حاجة إلى مزيد من المدخلات لتحسين تصميم OOC ، فقد تم إحراز تقدم كبير في السنوات الأخيرة17,18. على عكس نماذج زراعة الخلايا ثلاثية الأبعاد الأخرى ، يمكن ل OOC تقليد المعلمات الميكانيكية الحيوية لجسم الإنسان والتي تعتبر ضرورية لتطوير الأنسجة والحفاظ على وظيفة الجهاز. تتعرض أعضاء وأنسجة الجهاز القلبي الوعائي باستمرار للقص الناجم عن تدفق السوائل والتوتر الدوري في الجسم الحي. لذلك ، يجب إجراء التجارب الخلوية في المختبر لنظام القلب والأوعية الدموية في منصة تجريبية توفر مثل هذه المعلمات الميكانيكية الحيوية للحصول على نتائج تجريبية واقعية مماثلة لتلك التي تم الحصول عليها من الدراسات في الجسم الحي.

في هذه الدراسة ، أنشأنا HASMC-OOC يمكنه التحكم بدقة في معلمات السلالة الميكانيكية الحيوية التي تخضع لها HASMCs. من الممكن التحكم في سرعة السوائل وقص السوائل التي تتعرض لها الخلايا ، وكذلك التحكم بدقة في سعة وتردد وإيقاع أنماط مختلفة من الإجهاد الدوري. من بين العديد من المواد التي تم استخدامها في مجال OOC ، يعد PDMS أحد أكثر المواد المعتمدة على نطاق واسع19،20،21. PDMS شفاف ومرن ومتوافق حيويا وقابل للتنفس ، وتساهم هذه الخصائص في استخدامه على نطاق واسع في مجال رقائق الموائع الدقيقة19. يمكن أن تؤدي تغييرات الضغط المطبقة إلى تشويه PDMS لتحقيق القوة الميكانيكية للانكماش والاسترخاء ، وتضمن نفاذية PDMS أن بيئة زراعة الخلايا على الرقاقة يمكن أن تكون متسقة مع ظروف الحضانة بنسبة 5٪ CO2 عند 37 درجة مئوية في الحاضنة. لذلك ، لا يوفر PDMS قوة ميكانيكية خاضعة للرقابة للخلايا فحسب ، بل يوفر أيضا بيئة ثقافة مناسبة لنمو الخلايا الطبيعي. تظهر نتائجنا التجريبية أن مورفولوجيا ونشاط الخلايا المستزرعة في رقاقة PDMS تتوافق مع ظروف ثقافة 2D ، مما يشير إلى أن PDMS متوافق حيويا.

في ظل الظروف الفسيولوجية للمحاكاة الحيوية في الجسم الحي ، تتعرض HASMCs في جدار الأبهر لإجهاد دوري يبلغ حوالي 9٪ 22. في الحالات المرضية ، مثل ارتفاع ضغط الدم ، توسع الأبهر ، وتمدد الأوعية الدموية الأبهري ، تتعرض HASMCs لإجهاد دوري أكبر من 16٪ 23. قمنا بتمييز خصائص الشد لشريحة PDMS ، وأظهرت النتائج التجريبية أن ضغط الفراغ البالغ 10 كيلو باسكال ناتج عن 7.18 ± إجهاد بنسبة 0.44٪ و 15 كيلو باسكال ناتج عن إجهاد 17.28 ± 0.91٪. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن التحكم في تواتر الإجهاد وإجهاد قص السوائل بواسطة نظام رقاقة PDMS هذا. باستخدام BAV-TAAD و TAV-TAAD الأولية المشتقة من المريض HASMCs ، يمكن إجراء الآليات الجزيئية وفحص الأدوية لهذه الأمراض الأبهرية باستخدام نموذج HASMC-OOC في المختبر ، والذي يمكنه تكرار التسبب في المرض لأمراض الأبهر المختلفة. باستخدام هذا النظام ، أنشأنا نموذجا مرضيا لدراسة التسبب في BAV-TAAD وكشفنا أن منشط اندماج الميتوكوندريا يمكن أن ينقذ جزئيا خلل الميتوكوندريا في الخلايا المريضة24.

تم تصميم HASMC-OOC بناء على إلهام ومرجع الرئة على رقاقة من عمل Ingber9. قام جهازهم بتكرار حركات التنفس الفسيولوجية للحويصلات الهوائية في الرئة ، وتتكون الشريحة من ثلاث طبقات: القنوات المتوسطة العلوية والسفلية ، وغشاء PDMS مسامي ، وغرفتين مفرغتين جانبيتين. لا يمكن صنع غرف التفريغ الجانبية إلا في المختبرات المتخصصة المزودة بمعدات الموائع الدقيقة المتقدمة. لتمكين التجميع في ظروف معملية أكثر عمومية ، وضعنا غرف التفريغ في أعلى وأسفل الشريحة. كلا نهجي التمدد لهما وظائف متشابهة ، لذلك يمكن اختيار بنية الرقاقة وفقا لظروف المختبر واحتياجات البحث بحيث يتم اختيارها. بالإضافة إلى ذلك ، لإنشاء الهيكل الأنبوبي للشريان الأورطي البشري بشكل هيكلي والحصول على المزيد من العينات البيولوجية من الخلايا لإجراء المزيد من التحليل البيولوجي المعقد والمقايسات التجريبية ، أنشأنا شريحة PDMS من خمس طبقات مع قنوات أكبر ، والتي تتكون من قناة متوسطة متوسطة ، واثنين من أغشية PDMS ، وغرف فراغ علوية وسفلية. زاد غشاءان PDMS والقنوات الكبيرة لشريحة PDMS من مساحة زراعة الخلايا حتى 8.4 سم2 ، مما يوفر عينات كافية لتحليل البروتين. ركزت المنصات التي تم الإبلاغ عنها سابقا بشكل أساسي على التحقيق في أمراض الشرايين البسيطة ، مثل الشريان الدماغي أو الأوعية الطرفية أو أمراض الشرايين الأخرى25,26. الشريان الأورطي عبارة عن وعاء كبير يبلغ قطره 25-35 مم ، وتتكون الغلالة الوسطى للشريان الأورطي بشكل أساسي من خلايا عضلية ملساء معرضة لإجهاد شد عالي. يرتبط علم أمراض اعتلال الأبهر بإعادة تشكيل جدار الأبهر ، وموت الخلايا المبرمج للخلايا العضلية الملساء ، وتبديل النمط الظاهري ، وكلها يمكن تنظيمها عن طريق الإجهاد الميكانيكي. وبالتالي ، فإن HASMCs المشتقة من المريض وإجهاد الشد هي مكونات أساسية لنجاح HASMC-OOC. ومع ذلك ، هناك بعض القيود على هذه الدراسة. لم يستخدم HASMC-OOC خلايا الأوعية الدموية المستزرعة ، بما في ذلك HASMCs ، والخلايا البطانية الأبهرية ، والخلايا الليفية ، والتي قد تحاكي بشكل أفضل البيئة المكروية في الجسم الحي للشريان الأورطي البشري ويمكن استخدامها لدراسة التفاعل بين هذه الخلايا. على الرغم من أن HASMCs تعاني من إجهاد إيقاعي ، إلا أن الخلايا لا تزال مستزرعة على غشاء PDMS مسطح يفشل في تقليد المصفوفة خارج الخلية. في الدراسات المستقبلية ، سوف نتغلب على هذه القيود من خلال الجمع بين رقائق الموائع الدقيقة وتقنية الطباعة الحيوية 3D.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

Acknowledgments

يقر المؤلفون بأن هذا العمل كان مدعوما بمنح من لجنة العلوم والتكنولوجيا في بلدية شنغهاي (20ZR1411700) ، والمؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (81771971) ، وبرنامج شنغهاي للإبحار (22YF1406600).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
4% paraformaldehyde Beyotime P0099-100ml Used for cell immobilization
Alexa Fluor 350-labeled Goat Anti-Rabbit IgG Beyotime A0408 Antibodies used for immunostaining
Bovine serum albumin Beyotime ST025-20g
Calcium AM/PI Invitrogen L3224
Cell culture flask  Corning 430639
CNN1 Abcam  Ab46794
Commercial flexible
PDMS membrane		 Hangzhou Bald Advanced Materials KYQ-200
F-actin Invitrogen R415
FBS Sigma M8318
Hoses Runze Fluid 96410 1 mm inner diameter; 3 mm outer diameter; 1 mm wall thickness; Official website address: https://www.runzefluidsystem.com
Human aortic smooth
muscle cell line CRL1999		 ATCC Lot Number:70019189
Image J Imagej.net/fiji/downloads Free Download: https://fiji.sc Imaging platform that is used to identify fluorescence intensity
Incubator Thermo Fisher Scientific Ensures that the temperature,
humidity, and light exposure is
exactly the same throughout
experiment.
Luer Runze Fluid RH-M016 Official website address: https://www.runzefluidsystem.com.
Microscope Olympus
mouse collagen Sigma C7661
Oxygen plasma  Changzhou Hongming Instrument HM-Plasma5L
Pasteur pipette Biologix 30-0138A1
PBS Beyotime C0221A
Pen-Strep Sigma P4458-100ml Antibiodics used to prevent bacterial
contamination of cells during culture.
peristaltic pump Kamoer F01A-STP-B046
Petri dish Corning 430167
PLC controller Zhejiang Jun Teng (BenT) CNC factory BR010-11T8X2M The detailed program setting can be found in supplementary. Official website address: files.http://www.btcnc.net
polydimethylsiloxane (PDMS) Dow Corning Sylgard 184
SM22 Abcam  ab14106
SMCM ScienCell Cat 1101
solenoid valve SMC (China) VQZ300
Syringe Becton,Dickinson and Company 300841
Triton-X 100 Beyotime ST795 To penetrate cell membranes
Trizol Invitrogen 10296010 Used for RNA extraction
trypsin Sigma 15400054
vacuum filter SMC (China) ZFC5-6 Official website address: https://www.smc.com.cn
vacuum pump Kamoer KVP15-KL-S
vacuum regulator AirTAC GVR-200-06
Primers
Primer Name Forward (5’ to 3’) Reverse (5’ to 3’)
SM22 CCGTGGAGATCCCAACTGG CCATCTGAAGGCCAATGACAT
CNN1 CTCCATTGACTCGAACGACTC CAGGTCTGCGAAACTTCTTAGA

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Olsson, C., Thelin, S., Ståhle, E., Ekbom, A., Granath, F. Thoracic aortic aneurysm and dissection: increasing prevalence and improved outcomes reported in a nationwide population-based study of more than 14,000 cases from 1987 to 2002. Circulation. 114 (24), 2611-2618 (2006).
  2. van Varik, B. J., et al. Mechanisms of arterial remodeling: lessons from genetic diseases. Frontiers in Genetics. 3 (290), 1-10 (2012).
  3. Halka, A. T., et al. The effects of stretch on vascular smooth muscle cell phenotype in vitro. Cardiovascular Pathology. 17 (2), 98-102 (2008).
  4. Wang, Y., et al. Arterial wall stress induces phenotypic switching of arterial smooth muscle cells in vascular remodeling by activating the YAP/TAZ signaling pathway. Cellular Physiology and Biochemistry. 51 (2), 842-853 (2018).
  5. Fabre, K., et al. Introduction to a manuscript series on the characterization and use of microphysiological systems (MPS) in pharmaceutical safety and ADME applications. Lab on a Chip. 20, 1049-1057 (2020).
  6. Golding, H., Khurana, S., Zaitseva, M. What is the predictive value of animal models for vaccine efficacy in humans? The importance of bridging studies and species-independent correlates of protection. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 10 (4), 028902 (2018).
  7. Ingber, D. E. Human organs-on-chips for disease modelling, drug development and personalized medicine. Nature Reviews. Genetics. 25, 1-25 (2022).
  8. Niu, L., et al. Microfluidic chip for odontoblasts in vitro. ACS Biomaterials Science & Engineering. 5 (9), 4844-4851 (2019).
  9. Huh, D., et al. Reconstituting organ-level lung functions on a chip. Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).
  10. Musah, S., et al. Mature induced-pluripotent-stem-cell-derived human podocytes reconstitute kidney glomerular-capillary-wall function on a chip. Nature Biomedical Engineering. 1 (69), 1-25 (2017).
  11. Yoon No, D., Lee, K. H., Lee, J., Lee, S. H. 3D liver models on a microplatform: well-defined culture, engineering of liver tissue and liver-on-a-chip. Lab on a Chip. 15 (19), 3822-3837 (2015).
  12. Bein, A., et al. Microfluidic organ-on-a-chip models of human intestine. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 5 (4), 659-668 (2018).
  13. Jastrzebska, E., Tomecka, E., Jesion, I. Heart-on-a-chip based on stem cell biology. Biosensors & Bioelectronics. 75 (1), 67-81 (2016).
  14. Rensen, S. S., Doevendans, P. A., van Eys, G. J. Regulation and characteristics of vascular smooth muscle cell phenotypic diversity. Netherlands Heart Journal. 15 (3), 100-108 (2007).
  15. Perestrelo, A. R., Águas, A. C., Rainer, A., Forte, G. Microfluidic organ/body-on-a-chip devices at the convergence of biology and microengineering. Sensors. 15 (12), 31142-31170 (2015).
  16. Liu, Y., et al. Construction of cancer-on-a-chip for drug screening. Drug Discovery Today. 26 (8), 1875-1890 (2021).
  17. Yang, Q., et al. Design of organ-on-a-chip to improve cell capture efficiency. International Journal of Mechanical Sciences. 209, 106705 (2021).
  18. Yang, Q., Lian, Q., Xu, F. Perspective: Fabrication of integrated organ-on-a-chip via bioprinting. Biomicrofluidics. 11 (3), 031301 (2017).
  19. Mohammed, M. I., et al. Fabrication of microfluidic devices: improvement of surface quality of CO2 laser machined poly (methylmethacrylate) polymer. Journal of Micromechanics and Microengineering. 27 (1), 015021 (2017).
  20. Tsao, C. W. Polymer microfluidics: Simple, low-cost fabrication process bridging academic lab research to commercialized production. Micromachines. 7 (12), 225-236 (2016).
  21. Kirschbaum, S. E., Baeumner, A. J. A review of electrochemiluminescence (ECL) in and for microfluidic analytical devices. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 407 (14), 3911-3926 (2015).
  22. Stefanadis, C., et al. Pressure-diameter relation of the human aorta. A new method of determination by the application of a special ultrasonic dimension catheter. Circulation. 92 (8), 2210-2219 (1995).
  23. Williams, B. Mechanical influences on vascular smooth muscle cell function. Journal of Hypertension. 16 (12), 1921-1929 (1998).
  24. Abudupataer, M., et al. Aorta smooth muscle-on-a-chip reveals impaired mitochondrial dynamics as a therapeutic target for aortic aneurysm in bicuspid aortic valve disease. eLife. 10, 69310 (2021).
  25. Poussin, C., et al. 3d human microvessel-on-a-chip model for studying monocyte-to-endothelium adhesion under flow - application in systems toxicology. Altex. 1, 47-63 (2020).
  26. Yasotharan, S., Pinto, S., Sled, J. G., Bolz, S., Gunther, A. Artery-on-a-chip platform for automated, multimodal assessment of cerebral blood vessel structure and function. Lab on a Chip. 15, 2660-2669 (2015).

Tags

الهندسة الحيوية ، العدد 185 ، عضو على رقاقة ، اعتلال الأبهر ، خلايا العضلات الملساء الأبهرية البشرية ، الإجهاد الدوري ، النمط الظاهري للخلية
بناء نموذج لخلية عضلية ملساء للشريان الأورطي البشري على رقاقة لتلخيص الإجهاد الميكانيكي الحيوي في جدار الأبهر
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Abudupataer, M., Yin, X., Xiang, B., … More

Abudupataer, M., Yin, X., Xiang, B., Chen, N., Yan, S., Zhu, S., Ming, Y., Liu, G., Zhou, X., Lai, H., Wang, C., Zhu, K., Li, J. Construction of a Human Aorta Smooth Muscle Cell Organ-On-A-Chip Model for Recapitulating Biomechanical Strain in the Aortic Wall. J. Vis. Exp. (185), e64122, doi:10.3791/64122 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter