İn Vivo Uygulamalar için İodiksanol Yoğunluk Gradyan Santrifüjü ile Adeno İlişkili Virüsün Süspansiyon Kültürü Üretimi ve Saflaştırılması
Summary
Adeno ilişkili virüs, süspansiyon hücre kültüründe üretilir ve çift iyodiksanol yoğunluk gradyan santrifüjlemesi ile saflaştırılır. Toplam virüs verimini artırmak, virüs çökelme riskini azaltmak ve nihai virüs ürününü daha da konsantre etmek için adımlar dahil edilmiştir. Beklenen nihai titreler 1012 viral partikül/mL’ye ulaşır ve klinik öncesi in vivo kullanım için uygundur.
Abstract
Bu protokol, ilk olarak 1999’da tanımlanan AAV’yi saflaştırmak için serotipten bağımsız bir yöntem olan iyodiksanol yoğunluk gradyan santrifüjleme ile rekombinant adeno-ilişkili virüs (rAAV) üretimini ve saflaştırılmasını açıklar. rAAV vektörleri, transgenleri çeşitli insan hücre tiplerine iletmek için gen terapisi uygulamalarında yaygın olarak kullanılmaktadır. Bu çalışmada, rekombinant virüs, transgen, vektör kapsid ve adenoviral yardımcı genleri kodlayan plazmitlerle süspansiyon kültüründe Expi293 hücrelerinin transfeksiyonu ile üretilir. İodiksanol yoğunluk gradyan santrifüjü, partikül yoğunluğuna dayalı olarak tam AAV partiküllerini saflaştırır. Ek olarak, toplam virüs verimini artırmak, kontamine proteinler nedeniyle çökelme riskini azaltmak ve nihai virüs ürününü daha da yoğunlaştırmak için şu anda her yerde bulunan bu metodolojiye sırasıyla üç adım dahil edilmiştir: bir polietilen glikol (PEG) ve sodyum klorür çözeltisi kullanılarak hücre ortamından viral partiküllerin çökeltilmesi, ikinci bir iyodiksanol yoğunluk gradyan santrifüj turunun tanıtılması, ve santrifüj filtre ile tampon değişimi. Bu yöntemi kullanarak, in vivo kullanım için 1012 viral partikül / mL aralığında olağanüstü saflıkta titreleri tutarlı bir şekilde elde etmek mümkündür.
Introduction
Rekombinant adeno ilişkili viral (rAAV) vektörler, spinal müsküler atrofi, retina distrofisi ve hemofili Adahil olmak üzere genetik hastalıkların tedavisinde yaygın olarak kullanılan araçlardır 1,2,3. rAAV vektörleri, doğrusal tek sarmallı 4.7 kb DNA genomuna sahip küçük, zarfsız bir ikosahedral virüs olan vahşi tip AAV4’te bulunan viral genlerden yoksun olacak şekilde tasarlanmıştır. AAV ilk olarak 1960’larda adenovirüs preparatlarının bir kontaminantı olarak keşfedildi5. ITR’ler6 hariç maksimum 4.9 kb ile paketlenebilen transgenin boyutunu sınırlayan küçük kapsid boyutuna rağmen, AAV, insanlarda patojenik olmadığı, birçok bölünen ve bölünmeyen hücre tipinde transgen ekspresyonuna izin verdiği ve sınırlı immünojenik etkilere sahip olduğu için transgen iletimi için yararlıdır7.
Dependoparvovirus cinsinin üyeleri olarak, rAAV’lerin üretimi, adenovirüs veya herpes simpleks virüsünde bulunan yardımcı genlerin ekspresyonuna dayanır8. rAAV üretmek için çeşitli stratejiler geliştirilmiştir, ancak adenoviral E1A/E1B yardımcı genleri ile dönüştürülen HEK293 hücrelerinde üretim günümüzde kullanılan en yaygın yöntemdir9. rAAV üretiminin genel yaklaşımı, HEK293 hücrelerinin, sırasıyla ters terminal tekrarlar (ITR’ler), AAV rep ve cap genleri ve ek adenoviral yardımcı genler içinde transgeni içeren üç plazmid ile transfeksiyonu ile başlar. Transfeksiyondan yetmiş iki saat sonra, transgeni içeren rAAV’yi saflaştırmak için hücreler toplanır ve işlenir.
Terapötik amaçlar için yeni rAAV vektörlerinin geliştirilmesinde, ana hedef, artan transdüksiyon verimliliğine sahip vektörler üretmektir. Hedef hücrelerin transdüksiyon verimliliğindeki bir artış, gerekli klinik rAAV dozunda bir azalma anlamına gelir, böylece antikor aracılı nötralizasyondan akut toksisitelere kadar değişen olumsuz immünojenik etkilerin olasılığını azaltır10,11. rAAV vektörlerinin transdüksiyon etkinliğini arttırmak için, paketlenmiş genomda veya kapsidde değişiklikler yapılabilir. Paketlenmiş genom tasarımı yoluyla transdüksiyon etkinliğini ayarlamak için uygulanabilir yöntemler arasında güçlü ve dokuya özgü promotörlerin dahil edilmesi, mRNA işleme elemanlarının dikkatli seçimi ve çeviri verimliliğini artırmak için kodlama dizisi optimizasyonu yer alır12. Kapsidde yapılan değişiklikler, hedef insan hücre tipleri için tropizmi artırmak amacıyla yapılır. Yeni rAAV transgen iletim vektörü kapsidleri geliştirmeye yönelik çabalar, genellikle, belirli hücre reseptörlerini hedefleyen spesifik mutasyonlara sahip AAV kapsidlerinin rasyonel tasarımına veya belirli bir reseptörü hedeflemeden yüksek karmaşıklıktaki kombinatoryal kapsid kütüphanelerinden belirli hücre tipleri için tropizmli kapsidleri tanımlamak için yönlendirilmiş evrime odaklanarak karakterize edilir (bazı gruplar bu yaklaşımları birleştirse de)13, 14,15. Yönlendirilmiş evrim yaklaşımında, kombinatoryal kapsid kütüphaneleri, kapsid dış16 üzerinde mutasyona uğramış değişken bölgelere sahip belirli bir serotip omurgası kullanılarak oluşturulur. Kombinatoryal kapsid kütüphaneleri genellikle insanlardan kaynaklanmayan AAV serotiplerinden oluşturulur ve klinik kullanım sırasında önceden var olan bağışıklık riskini azaltır10. Bu nedenle, herhangi bir serotipe uygulanabilen saflaştırma yöntemleri, bu kütüphaneler için omurga görevi gören daha az kullanılan serotipler için serotipe özgü optimizasyon ihtiyacını ortadan kaldırmak için idealdir.
İodiksanol yoğunluk gradyan santrifüjü, yüksek enfektiviteye sahip yüksek rAAV titrelerini saflaştırmak için kullanılır17. Bu protokolde, büyük AAV titreleri üretmek için gereken emek miktarını azaltmak için süspansiyon hücre kültüründe rAAV üretilir. Kirletici proteinlerin varlığını azaltmak ve virüs çökelmesi riskini azaltmak için hücre lizatını temizlemek için bir santrifüjleme adımı da dahildir. Bu protokol, klinik öncesi kullanıma uygun yüksek saflıkta rAAV preparatları üretmek için uygun maliyetli bir yöntemdir.
Protocol
Representative Results
Discussion
Çift iyodiksanol yoğunluk gradyan saflaştırma protokolü evrensel yöntemdir, çünkü reseptör özgüllüklerine bakılmaksızın herhangi bir AAV mutant varyantına uygulanabilir. AAV saflaştırmanın erken yöntemleri, partikül yoğunluğuna dayanıyordu ve CsCl’de izopiknik santrifüjleme ve sürekli sükroz yoğunluk gradyan santrifüjünüiçeriyordu 19. Daha sonra, Sefaroz kolonlarına20 bağlı monoklonal antikorları kullanan serotipe özgü yaklaşımlar ge…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Hiç kimse.
Materials
| 5810 R benchtop centrifuge | Eppendorf | 22625501 | |
| 8-channel peristaltic pump | Watson-Marlow | 020.3708.00A | |
| Automated cell counter | NanoEntek | EVE-MC | |
| Avanti J-E high-speed centrifuge | Beckman Coulter | 369001 | |
| Benzonase | Thermo Scientific | 88701 | |
| Biological safety cabinet | Labconco | 322491101 | |
| CO2 incubator with shaker | Set at 8% CO2 and 37 °C | ||
| Conical centrifuge tubes | Thermo Scientific | 339652 | 50 mL |
| Conical centrifuge tubes | Thermo Scientific | 339650 | 15 mL |
| Disposable micro-pipets | Fisherbrand | 21-164-2G | Capillaries |
| Dulbecco's phosphate buffered saline without CaCl2 and MgCl2 (DPBS) (10x) | Sigma-Aldrich | D1408 | |
| ECLIPSE Ts2R-FL inverted microscope | Nikon | ||
| Expi293 Expression Medium | Gibco | A1435101 | |
| Expi293F cells | Gibco | A14527 | |
| Filter tips | USA Scientific | 1126-7810 | 1000 µL |
| Filter tips | USA Scientific | 1120-8810 | 200 µL |
| Filter tips | USA Scientific | 1120-1810 | 20 µL |
| Filter tips | USA Scientific | 1121-3810 | 10 µL |
| Hypodermic needles | Tyco Healthcare | 820112 | 20 GA x 1-1/2 A |
| Ice bucket with lid | VWR | 10146-184 | |
| JS-5.3 rotor | Beckman Coulter | 368690 | |
| Magnesium chloride solution (1 M) | Millipore Sigma | M1028-100ML | |
| Metal stand and clamp | Fisherbrand | 05-769-6Q | |
| Microcentrifuge tubes | Eppendorf | 22600028 | 1.5 mL |
| Needle nose pliers | |||
| Optima XE-90 ultracentrifuge | Beckman Coulter | A94471 | |
| Opti-MEM I Reduced-Serum Medium | Gibco | 31985062 | |
| OptiPrep density gradient media (iodixanol) | Serumwerk | AXS-1114542 | 60% iodixanol solution |
| P1000 Pipet | Gilson | F144059M | |
| P2 Pipet | Gilson | F144054M | |
| P20 Pipet | Gilson | F144056M | |
| P200 Pipet | Gilson | F144058M | |
| Phenol red solution | Sigma-Aldrich | P0290 | |
| Phosphate buffered saline (PBS) | Sigma-Aldrich | P4474 | |
| Pipet-Aid XP pipette controller | Drummond Scientific | 4-000-101 | |
| Plasmid pCapsid | De novo or Addgene, etc. | N/A | We used pACGrh74. |
| Plasmid pHelper | Addgene | 112867 | |
| Plasmid pTransgene | De novo or Addgene, etc. | N/A | We used pdsAAV-GFP. |
| Pluronic F-68 polyol solution (10%) | Mp Biomedicals | 92750049 | |
| Polyethylene glycol 8000 | Research Products International | P48080-500.0 | |
| Polyethylenimine HCl Max (PEI-Max) | Polysciences | NC1038561 | Dilute in water to 40 μM |
| Polypropylene centrifuge tubes, sterile | Corning | 431123 | 500 mL |
| Polypropylene centrifuge tubes, sterile | Corning | 430776 | 250 mL |
| Polypropylene Optiseal tubes | Beckman Coulter | 361625 | |
| Serological pipettes | Alkali Scientific | SP250-B | 50 mL |
| Serological pipettes | Alkali Scientific | SP225-B | 25 mL |
| Serological pipettes | Alkali Scientific | SP210-B | 10 mL |
| Serological pipettes | Alkali Scientific | SP205-B | 5 mL |
| Shaker flasks | Fisherbrand | PBV1000 | 1 L |
| Shaker flasks | Fisherbrand | PBV50-0 | 500 mL |
| Shaker flasks | Fisherbrand | PBV250 | 250 mL |
| Shaker flasks | Fisherbrand | PBV12-5 | 125 mL |
| Sodium chloride solution (5 M) | Fisher Scientific | NC1752640 | |
| Sterile syringes | Fisherbrand | 14-955-458 | 5 mL |
| Syringe filter | Millipore | SLGV013SL | 0.22 micron |
| Tris-HCl pH 8.5 (1 M) | Kd Medical | RGE3363 | |
| Trypan blue solution | Gibco | 15250061 | |
| Tube rack assembly | Beckman Coulter | 361646 | |
| Tube spacers (x4) | Beckman Coulter | 361669 | |
| Tubing for peristaltic pump | Fisher Scientific | 14190516 | |
| Type 70 Ti fixed-angle titanium rotor | Beckman Coulter | 337922 | |
| Ultra low temperature freezer | Set at -70 °C | ||
| Vivaspin 20 centrifugal concentrator | Sartorius | VS2041 | |
| Water bath | Set at 37 °C |
References
- Strauss, K. A., et al. Onasemnogene abeparvovec for presymptomatic infants with three copies of SMN2 at risk for spinal muscular atrophy: the Phase III SPR1NT trial. Nat Med. 28 (7), 1390-1397 (2022).
- Fuller-Carter, P. I., Basiri, H., Harvey, A. R., Carvalho, L. S. Focused update on AAV-based gene therapy clinical trials for inherited retinal degeneration. BioDrugs. 34 (6), 763-781 (2020).
- George, L. A., et al. Multiyear factor VIII expression after AAV gene transfer for hemophilia A. N Engl J Med. 385 (21), 1961-1973 (2021).
- Naso, M. F., Tomkowicz, B., Perry, W. L., Strohl, W. R. Adeno-Associated Virus (AAV) as a vector for gene therapy. Biodrugs. 31 (4), 317-334 (2017).
- Atchison, R. W., Casto, B. C., Hammon, W. M. c. D. Adenovirus-associated defective virus particles. Science. 149 (3685), 754-756 (1965).
- Wu, Z., Yang, H., Colosi, P. Effect of genome size on AAV vector packaging. Mol Ther. 18 (1), 80-86 (2010).
- Samulski, R. J., Muzyczka, N. AAV-mediated gene therapy for research and therapeutic purposes. Annu Rev Virol. 1 (1), 427-451 (2014).
- Zolotukhin, S. Production of recombinant adeno-associated virus vectors. Hum Gene Ther. 16 (5), 551-557 (2005).
- Penaud-Budloo, M., François, A., Clément, N., Ayuso, E. Pharmacology of recombinant adeno-associated virus production. Mol Ther – Methods Clin Dev. 8, 166-180 (2018).
- Costa-Verdera, H., et al. Understanding and Tackling immune responses to adeno-associated viral vectors. Hum Gene Ther. 34 (17-18), 836-852 (2023).
- Ertl, H. C. J. Mitigating serious adverse events in gene therapy with AAV Vectors: Vector dose and immunosuppression. Drugs. 83 (4), 287-298 (2023).
- Pupo, A., et al. AAV vectors: The Rubik’s cube of human gene therapy. Mol Ther. 30 (12), 3515-3541 (2022).
- Marsic, D., et al. Vector design tour de force: Integrating combinatorial and rational approaches to derive novel adeno-associated virus variants. Mol Ther. 22 (11), 1900-1909 (2014).
- Grimm, D., Zolotukhin, S. E Pluribus Unum: 50 Years of research, millions of viruses, and one goal-tailored acceleration of AAV evolution. Mol Ther. 23 (12), 1819-1831 (2015).
- Biswas, M., et al. Engineering and in vitro selection of a novel AAV3B variant with high hepatocyte tropism and reduced seroreactivity. Mol Ther – Methods Clin Dev. 19, 347-361 (2020).
- Perabo, L., et al. In vitro selection of viral vectors with modified tropism: the adeno-associated virus display. Mol Ther. 8 (1), 151-157 (2003).
- Crosson, S. M., Dib, P., Smith, J. K., Zolotukhin, S. Helper-free production of laboratory grade AAV and purification by iodixanol density gradient centrifugation. Mol Ther – Methods Clin Dev. 10, 1-7 (2018).
- Chan, C., Harris, K. K., Zolotukhin, S., Keeler, G. D. Rational design of AAV-rh74, AAV3B, and AAV8 with limited liver targeting. Viruses. 15 (11), 2168 (2023).
- Schmidt, O. W., Cooney, M. K., Foy, H. M. Adeno-associated virus in adenovirus type 3 conjunctivitis. Infect Immun. 11 (6), 1362-1370 (1975).
- Grimm, D., Kern, A., Rittner, K., Kleinschmidt, J. A. Novel tools for production and purification of recombinant adenoassociated virus vectors. Hum Gene Ther. 9 (18), 2745-2760 (1998).
- Zolotukhin, S., et al. Recombinant adeno-associated virus purification using novel methods improves infectious titer and yield. Gene Ther. 6 (6), 973-985 (1999).
- Clark, K. R., Liu, X., Mcgrath, J. P., Johnson, P. R. Highly purified recombinant adeno-associated virus vectors are biologically active and free of detectable helper and wild-type viruses. Hum Gene Ther. 10 (6), 1031-1039 (1999).
- Debelak, D., et al. Cation-exchange high-performance liquid chromatography of recombinant adeno-associated virus type 2. J Chromatogr B Biomed Sci App. 740 (2), 195-202 (2000).
- Burova, E., Ioffe, E. Chromatographic purification of recombinant adenoviral and adeno-associated viral vectors: methods and implications. Gene Ther. 12 (1), S5-S17 (2005).
- Adams, B., Bak, H., Tustian, A. D. Moving from the bench towards a large scale, industrial platform process for adeno-associated viral vector purification. Biotechnol Bioeng. 117 (10), 3199-3211 (2020).
- Grieger, J. C., Choi, V. W., Samulski, R. J. Production and characterization of adeno-associated viral vectors. Nat Protoc. 1 (3), 1412-1428 (2006).
- Florea, M., et al. High-efficiency purification of divergent AAV serotypes using AAVX affinity chromatography. Mol Ther Methods Clin Dev. 28, 146-159 (2022).
- Chamberlain, K., Riyad, J. M., Weber, T. Expressing transgenes that exceed the packaging capacity of adeno-associated virus capsids. Hum Gene Ther Methods. 27 (1), 1-12 (2016).
- Green, E. A., Hamaker, N. K., Lee, K. H. Comparison of vector elements and process conditions in transient and stable suspension HEK293 platforms using SARS-CoV-2 receptor binding domain as a model protein. BMC Biotechnol. 23 (1), 7 (2023).
- Erbacher, P., Zou, S., Bettinger, T., Steffan, A. M., Remy, J. S. Chitosan-based vector/DNA complexes for gene delivery: Biophysical characteristics and transfection ability. Pharm Res. 15 (9), 1332-1339 (1998).
- Vandenberghe, L. H., et al. Efficient serotype-dependent release of functional vector into the culture medium during adeno-associated virus manufacturing. Hum Gene Ther. 21 (10), 1251-1257 (2010).
- Summerford, C., Samulski, R. J. Membrane-associated heparan sulfate proteoglycan is a receptor for adeno-associated virus type 2 virions. J Virol. 72 (2), 1438-1445 (1998).
- Wright, J. F., et al. Identification of factors that contribute to recombinant AAV2 particle aggregation and methods to prevent its occurrence during vector purification and formulation. Mol Ther. 12 (1), 171-178 (2005).
- Gruntman, A. M., et al. Stability and compatibility of recombinant adeno-associated virus under conditions commonly encountered in human gene therapy trials. Hum Gene Ther Methods. 26 (2), 71-76 (2015).
- Srivastava, A. Rationale and strategies for the development of safe and effective optimized AAV vectors for human gene therapy. Mol Ther Nucleic Acids. 32, 949-959 (2023).
- Mullard, A. FDA approves first gene therapy for Duchenne muscular dystrophy, despite internal objections. Nat Rev Drug Discov. 22 (8), 610-610 (2023).
- Center for Biologics Evaluation and Research. Approved Cellular and Gene Therapy Products. US Food Drug Adm. , (2023).
- Kang, L., et al. AAV vectors applied to the treatment of CNS disorders: Clinical status and challenges. J Control Release Off J Control Release Soc. 355, 458-473 (2023).
- De Wolf, D., Singh, K., Chuah, M. K., VandenDriessche, T. Hemophilia gene therapy: The end of the beginning. Hum Gene Ther. 34 (17-18), 782-792 (2023).
- Simons, E. J., Trapani, I. The opportunities and challenges of gene therapy for treatment of inherited forms of vision and hearing loss. Hum Gene Ther. 34 (17-18), 808-820 (2023).
