Summary

Надежная Лигатура индуцированной модели Мурин пародонтит для оценки устных нейтрофилов

Published: January 21, 2020
doi:

Summary

В этой статье представлен протокол для создания лигатуры индуцированной модели мурин пародонтита с участием нескольких челюстно-лицевой моляров, в результате чего большие области участвующих десен ткани и кости для последующего анализа, а также сокращение использования животных. Также описан метод оценки пероральных нейтрофилов по аналогии с человеческими субъектами.

Abstract

Основными преимуществами изучения патофизиологии пародонтального заболевания с использованием мочек морин являются снижение стоимости животных, массив генетически модифицированных штаммов, огромное количество анализов, которые можно проводить на собранных мягких и твердых тканях. Однако многие из этих систем подвергаются процедурной критике. В качестве альтернативы может быть использована модель пародонта, вызванная локализованным развитием и сохранением дисбиотического микробиома полости рта, которая быстро индуцирована и относительно надежна. К сожалению, варианты протокола пародонта, индуцированного лигатурой, изолированы в координационных регионах пародонта и подвержены преждевременному авруции установленной лигатуры. Это сводит к минимуму количество тканей, доступных для последующего анализа и увеличивает количество животных, необходимых для изучения. Этот протокол описывает точные манипуляции, необходимые для размещения расширенных моляровских лигатур с улучшенным удержанием и использованием новой техники смыва для восстановления пероральных нейтрофилов у мышей с альтернативным подходом, который смягчает вышеупомянутые технических проблем.

Introduction

Пародонта (PD) является остеолитикическое состояние, связанное со значительной заболеваемости хозяина и экономической нагрузки, которая проявляется воспаление десивов и потеря как мягких тканей и косой поддержки для пострадавших зубной протез1,2,4. Этот процесс регулируется взаимодействиями между оральной микробиотой и врожденной иммунной системой хозяина. Это также связано с обострением других системных воспалительных заболеваний, включая диабет, сердечно-сосудистые заболевания, и рак5,6,7,8. Исторически сложилось так, было гипотеза, что PD патогенеза зависит от большого количества конкретных бактерий, таких как Porphyromonas gingivalis9. Тем не менее, последние данные свидетельствуют о том, что микробный компонент PD опосредовано стоматологической биопленки. Биопленка представляет собой организованное, сложное сообщество многочисленных микроорганизмов, которые могут существовать в здоровых симбиотических и разрушительных дисбиотических состояниях10,11. Устные биопленки обычно обеспечивает устойчивость к хозяину, предотвращая создание очагов патогенных бактерий и способствует идеальной структуре и функции тканей десивной ткани путем регулирования иммунного ответа хозяина12,13. Возмущения равновесных отношений между commensal организмов в полости рта и принимающей иммунной системы может привести к изменениям в ткани гомеостаза, в результате дисбактериоза и развития отличительной клинической и радиографической видимости PD5,10,12,13,14.

Интересно, что создание устной дисбактериоз, хотя и требуется для начала PD, не является достаточным для привода PD во всех людей, ускользая от способности хозяина иммунный ответ, чтобы подорвать переход микробиоты между симбиотических и дисбиотических состояний15. Это ставит особое внимание на средства, с помощью которых PD влияет на одного из ведущих персонажей врожденной иммунной системы, а именно полиморфонуклеарные гранулоциты (PMN), или нейтрофилов, с местной и системной точки зрения16,17.

У людей, PMNs набираются из циркуляции в размере 2 х 106 клеток / ч в здоровых соединительных тканей пародонта, где они являются преобладающей популяции лейкоцитов. Здесь они впоследствии вытесняются из слизи gingival в полость рта в качестве компонента кревикулярной жидкости. При наличии PD, нейтрофилии проявляется в циркуляции и полости рта, где эти клетки-эффекторы обладают гипервоспалительным фенотипом, что приводит к вышеупомянутому разрушению пародонта17,18,19,20,21,22. Поэтому понимание роли ПМН в ПД и других системных воспалительных заболеваниях имеет первостепенное значение.

Хотя широко признается, что хронические заболевания взаимно связаны с PD, основные механизмы еще предстоит выяснить, что усугубляет трудности в управлении этими болезненными и потенциально смертельными системными условиями. Несколько экспериментальных моделей животных, каждый с уникальными преимуществами и недостатками, были использованы для изучения патофизиологии PD23,24. Сосредоточение особого внимания на моделях мурин, существуют различные протоколы, с помощью которых облегчается изучение PD; однако, они обладают несколькими техническими и физиологичными недостатками25,26,27,28,29,30,31.

Во-первых, устные gavage мыши модель требует многочисленных устных прививок человеческих пародонтальных патогенов для создания воспаления десяна и потери костной массы. Кроме того, как правило, предшествует период лечения антибиотиками, чтобы подорвать минрин комменсальной оральной флоры25. Эта модель часто требует специализированной подготовки, чтобы безопасно выполнять устные gavage, использует лишь небольшую часть пародонтальных патогенов из более сложных человеческих устных микробиома, и требует нескольких месяцев, чтобы установить альвеолярной потери костной массы.

В отличие от этого, химически индуцированных морин модели использовать устные доставки тринитробензена сульфоновой кислоты (TNBS) или декрен сульфат натрия (DSS), агенты обычно используются в создании мочеиспускательных моделей колита в течение нескольких месяцев, чтобы вызвать пародонтальной потери костной массы26. Доступны внутриоральные и экстраоральные модели на основе абсцесса, которые включают в себя резцы и ткани мины на сум, а также кальварий, соответственно. В бывшей модели абсцесса, несколько инъекций бактерий вводят, создавая несколько деснных абсцессов и недостаток альвеолярной потери костной массы, ограничивая их использование в изучении PD. Последние абсцесс модели значительно более склонны к изучению бактериальной вирулентности, воспаления и резорбции костей на участках за пределами полости рта, что исключает оценку пародонта и орального микробиома27,28,29,30,31.

Используя модель пародонтита, индуцированная лигатурой, плетеный шелковый шов обычно устанавливался по окружности вокруг второго моляра. В качестве альтернативы можно вставить один линейный сегмент шовного материала между первым и вторым молярами32,33. Цель размещения лигатуры заключается в облегчении бактериального накопления и генерации дисбактериоза в сульчи десен, что приводит к воспалению пародонтальной ткани и разрушению тканей, составляющих пародонт. Наиболее примечательно, что эта модель способна производить значительно больше альвеолярной потери костной массы по сравнению с более часто используемым устным gavage модель34. Еще более осложняет использование пероральной модели gavage является естественное сопротивление нескольких штаммов мышей (т.е., C57BL/6) к развитию альвеолярной потери костной массы. Это также проблематично, так как этот штамм является наиболее часто используемым в мурин основе исследований животных35.

Существующие процедуры, описанные Marchesan et al. и Абэ и Гаджишенгаллис были разработаны для упрощения технического акта размещения лигатуры33,36. К сожалению, прежний протокол требует специализированного 3D-печатного оборудования и обладает потенциалом для преждевременной потери лигатуры, тем самым увеличивая использование животных и затраты, связанные с дополнительным временем, затрачиваемым в операционной. Кроме того, оба протокола генерируют лишь небольшие области больного пародонтия, доступные для исследования.

Преимущества, которые лежат с этой техникой основываются в одновременном изучении перорального дисбактериоза и иммунологии, которые регулируют пародонтум, использование недорогих животных с разнообразным генетическим образованием, а также простое жилье и методы ведения земледелия. Таким образом, цели должны заключаться в максимизации объемов заболеваний тканей и, в попытках практиковать принципы сокращения исследований на животных, снизить потребление животных до максимально низкого уровня. Это требует обеспечения того, чтобы все животные могут быть включены в экспериментальные анализы37. Однако следует отметить, что независимо от того, какая животное модель пародонта используется, нет единой модели, которая охватывает каждый элемент патологиологии PD человека.

Этот новый протокол использует размещение лигатуры вокруг нескольких челюстно-лицевых молочных зубов с использованием приборов и материалов, которые находятся в большинстве лабораторий. Это позволяет достаточное количество времени, чтобы легко и уверенно установить лигатуру, которая вряд ли avulse преждевременно. Наконец, по мере того, как ПМН координируют разрушение пародонта в PD, также представлена новая методология восстановления пероральных нейтрофилов, аналогичная людям.

Protocol

Все исследования по изучению морина соответствовали соответствующим этическим нормам и были одобрены Комитетом по уходу за животными Университета Торонто и Советом по этике исследований (Protocol 20011930). 1. Установка лигатуры ПРИМЕЧАНИЕ: Это нестерильная хирур…

Representative Results

Представитель потока цитометрии данные из устных промыть образцы наивной(Рисунок 3А) и воспаленной(Рисунок 3B) мурин полости рта вторичной лигатуры индуцированного пародонтита предоставляются. Также демонстрируется восстановление ПМ…

Discussion

Наиболее важный элемент, связанный с использованием мурин лигатуры индуцированной модели пародонтита сосредоточена вокруг удержания лигатуры до времени жертвоприношения или преднамеренного удаления. Установленная биопленка-ретентивная лигатура способна вывешить значительную пот…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

JW C. поддерживается Канадскими институтами исследований в области здравоохранения (CIHR). Авторы хотели бы поблагодарить доктора Chunxiang Sun за ее помощь в выполнении трипан синий окрашивания.

Materials

Anti-mouse F4/80 Antibody BioLegend 123131 BV421, Clone BM8
Anti-mouse Ly6G Antibody BD 560602 PerCP-Cy5.5, Clone 1A8
C57BL/6 Male Mice Charles River 8 to 12 weeks old
Conical Centrifuge Tube FroggaBio TB15-500 15 mL
Conical Centrifuge Tube FroggaBio TB50-500 50 mL
FACS Buffer Multiple 1% BSA (BioShop), 2mM EDTA (Merck), 1x HBSS-/- (Gibco)
FACSDiva BD v8.0.1
Fibre-Lite Dolan-Jenner Model 180
FlowJo Tree Star v10.0.8r1
Heat Therapy Pump Hallowell HTP-1500
Hot Glass Bead Sterilizer Electron Microscopy Sciences 66118-10 Germinator 500
Iris Scissors Almedic 7602-A8-684 Straight
Ketamine Vetoquinol 100mg/mL
LSRFortessa BD X-20
Mouse Serum Sigma M5905-5ML
Nylon Mesh Filter Fisher Scientific 22-363-547 40 µm
Paraformaldehyde Fisher Scientific 28908 16% (w/v), Methanol Free
Phosphate-buffered Saline Sigma D1408-500ML Without CaCl2 and MgCl2, 10x
Plastic Disposable Syringes BD 309659 1 mL
Rat Serum Sigma R9759-5ML
Silk Suture Covidien SS652 C13 USP 5-0
Splinter Forceps Almedic 7726-A10-700 #1
Splinter Forceps Almedic 7727-A10-704 #5
Stereo Dissecting Microscope Carl Zeiss 28865 Photo-Zusatz
Sterile Hypodemic Needle BD 305111 26G X 1/2"
Syringe BD 309659 1 mL
Xylazine Rompun 20mg/mL

References

  1. Hajishengallis, G. Immunomicrobial pathogenesis of periodontitis: keystones, pathobionts, and host response. Trends in Immunology. 35 (1), 3-11 (2014).
  2. Pihlstrom, B. L., Michalowicz, B. S., Johnson, N. W. Periodontal diseases. Lancet. 366 (9499), 1809-1820 (2005).
  3. Richards, D. Oral Diseases affect some 3.9 Billion people. Evidence-Based Dentistry. 14 (2), 35 (2013).
  4. Listl, S., Galloway, J., Mossey, P. A., Marcenes, W. Global Economic Impact of Dental Diseases. Journal of Dental Research. 94 (10), 1355-1361 (2015).
  5. Hajishengallis, G. Periodontitis: from microbial immune subversion to systemic inflammation. Nature Reviews Immunology. 15 (1), 30-44 (2015).
  6. Preshaw, P. M., et al. Periodontitis and diabetes: a two-way relationship. Diabetologia. 55 (1), 21-31 (2012).
  7. Kampits, C., et al. Periodontal disease and inflammatory blood cytokines in patients with stable coronary artery disease. Journal of Applied Oral Sciences. 24 (4), 352-358 (2016).
  8. Fitzpatrick, S. G., Katz, J. The association between periodontal disease and cancer: A review of the literature. Journal of Dentistry. 38 (2), 83-95 (2010).
  9. Socransky, S. S., Haffajee, A. D. Periodontal microbial ecology. Periodontology 2000. 38 (1), 135-187 (2005).
  10. Marsh, P. D. Microbial Ecology of Dental Plaque and its Significance in Health and Disease. Advances in Dental Research. 8 (2), 263-271 (1994).
  11. Berezow, A. B., Darveau, R. P. Microbial shift and periodontitis. Periodontology 2000. 55 (1), 36-47 (2011).
  12. Roberts, F. A., Darveau, R. P. Microbial protection and virulence in periodontal tissue as a function of polymicrobial communities: symbiosis and dysbiosis. Periodontology 2000. 69 (1), 18-27 (2015).
  13. Macpherson, A. J., Harris, N. L. Interactions between commensal intestinal bacteria and the immune system. Nature Reviews Immunology. 4 (6), 478-485 (2004).
  14. Hajishengallis, G., et al. Low-Abundance Biofilm Species Orchestrates Inflammatory Periodontal Disease through the Commensal Microbiota and Complement. Cell Host Microbe. 10 (5), 497-506 (2011).
  15. Löe, H., Anerud, A., Boysen, H., Morrison, E. Natural history of periodontal disease in man. Rapid, moderate and no loss of attachment in Sri Lankan laborers 14 to 46 years of age. Journal of Clinical Periodontology. 13 (5), 431-445 (1986).
  16. Lakschevitz, F. S., et al. Identification of neutrophil surface marker changes in health and inflammation using high-throughput screening flow cytometry. Experimental Cell Research. 342 (2), 200-209 (2016).
  17. Fine, N., et al. Distinct Oral Neutrophil Subsets Define Health and Periodontal Disease States. Journal of Dental Research. 95 (8), 931-938 (2016).
  18. Landzberg, M., Doering, H., Aboodi, G. M., Tenenbaum, H. C., Glogauer, M. Quantifying oral inflammatory load: oral neutrophil counts in periodontal health and disease. Journal of Periodontal Research. 50 (3), 330-336 (2015).
  19. Bender, J. S., Thang, H., Glogauer, M. Novel rinse assay for the quantification of oral neutrophils and the monitoring of chronic periodontal disease. Journal of Periodontal Research. 41 (3), 214-220 (2006).
  20. Johnstone, A. M., Koh, A., Goldberg, M. B., Glogauer, M. A Hyperactive Neutrophil Phenotype in Patients With Refractory Periodontitis. Journal of Periodontology. 78 (9), 1788-1794 (2007).
  21. Figueredo, C. M. S., Fischer, R. G., Gustafsson, A. Aberrant Neutrophil Reactions in Periodontitis. Journal of Periodontology. 76 (6), 951-955 (2005).
  22. Christan, C., Dietrich, T., Hägewald, S., Kage, A., Bernimoulin, J. -. P. White blood cell count in generalized aggressive periodontitis after non-surgical therapy. Journal of Clinical Periodontology. 29 (3), 201-206 (2002).
  23. Oz, H. S., Puleo, D. A. Animal models for periodontal disease. Journal of Biomedicine and Biotechnology. , 1-8 (2011).
  24. Struillou, X., Boutigny, H., Soueidan, A., Layrolle, P. Experimental animal models in periodontology: a review. Open Dentistry Journal. 4 (1), 37-47 (2010).
  25. Baker, P. J., Evans, R. T., Roopenian, D. C. Oral infection with Porphyromonas gingivalis and induced alveolar bone loss in immunocompetent and severe combined immunodeficient mice. Archives of Oral Biology. 39 (12), 1035-1040 (1994).
  26. Oz, H. S., Ebersole, J. L. A novel murine model for chronic inflammatory alveolar bone loss. Journal of Periodontal Research. 45 (1), 94-99 (2010).
  27. Zubery, Y., et al. Bone resorption caused by three periodontal pathogens in vivo in mice is mediated in part by prostaglandin. Infections and Immunity. 66 (9), 4158-4162 (1998).
  28. Feuille, F., Ebersole, J. L., Kesavalu, L., Stepfen, M. J., Holt, S. C. Mixed infection with Porphyromonas gingivalis and Fusobacterium nucleatum in a murine lesion model: potential synergistic effects on virulence. Infections and Immunity. 64 (6), 2094-2100 (1996).
  29. Yoshimura, M., et al. Proteome analysis of Porphyromonas gingivalis cells placed in a subcutaneous chamber of mice. Oral Microbiology and Immunology. 23 (5), 413-418 (2008).
  30. Kesavalu, L., Ebersole, J. L., Machen, R. L., Holt, S. C. Porphyromonas gingivalis virulence in mice: induction of immunity to bacterial components. Infections and Immunity. 60 (4), 1455-1464 (1992).
  31. Liu, P., Haake, S. K., Gallo, R. L., Huang, C. A novel vaccine targeting Fusobacterium nucleatum against abscesses and halitosis. Vaccine. 27 (10), 1589-1595 (2009).
  32. Jiao, Y., et al. Induction of Bone Loss by Pathobiont-Mediated Nod1 Signaling in the Oral Cavity. Cell Host Microbe. 13 (5), 595-601 (2013).
  33. Abe, T., Hajishengallis, G. Optimization of the ligature-induced periodontitis model in mice. Journal of Immunological Methods. 394 (1-2), 49-54 (2013).
  34. de Molon, R. S., et al. Long-term evaluation of oral gavage with periodontopathogens or ligature induction of experimental periodontal disease in mice. Clinical Oral Investigations. 20 (6), 1203-1216 (2016).
  35. Baker, P. J., Dixon, M., Roopenian, D. C. Genetic control of susceptibility to Porphyromonas gingivalis-induced alveolar bone loss in mice. Infections and Immunity. 68 (10), 5864-5868 (2000).
  36. Marchesan, J., et al. An experimental murine model to study periodontitis. Nature Protocols. 13 (10), 2247-2267 (2018).
  37. Flecknell, P. Replacement, reduction and refinement. ALTEX: Alternatives to Animal Experiments. 19 (2), 73-78 (2002).
  38. Fine, N., et al. Primed PMNs in healthy mouse and human circulation are first responders during acute inflammation. Blood Advances. 3 (10), 1622-1637 (2019).
  39. Viniegra, A., et al. Resolving Macrophages Counter Osteolysis by Anabolic Actions on Bone Cells. Journal of Dental Research. 97 (10), 1160-1169 (2018).
  40. Häärä, O., et al. Ectodysplasin regulates activator-inhibitor balance in murine tooth development through Fgf20 signaling. Development. 139 (17), 3189-3199 (2012).
  41. Tsukasaki, M., et al. Host defense against oral microbiota by bone-damaging T cells. Nature Communications. 9 (1), 1-11 (2018).
  42. Hiyari, S., et al. Ligature-induced peri-implantitis and periodontitis in mice. Journal of Clinical Periodontology. 45 (1), 89-99 (2018).
  43. Eskan, M. A., et al. The leukocyte integrin antagonist Del-1 inhibits IL-17-mediated inflammatory bone loss. Nature Immunology. 13 (5), 465-473 (2012).
  44. Dutzan, N., et al. A dysbiotic microbiome triggers T H 17 cells to mediate oral mucosal immunopathology in mice and humans. Science Translational Medicine. 10 (463), 1-12 (2018).
  45. Chun, J., Kim, K. Y., Lee, J., Choi, Y. The analysis of oral microbial communities of wild-type and toll-like receptor 2-deficient mice using a 454 GS FLX Titanium pyrosequencer. BMC Microbiology. 10 (1), 1-8 (2010).
  46. Rovin, S., Costich, E. R., Gordon, H. A. The influence of bacteria and irritation in the initiation of periodontal disease in germfree and conventional rats. Journal of Periodontal Research. 1 (3), 193-204 (1966).
  47. Martín, R., Bermúdez-Humarán, L. G., Langella, P. Gnotobiotic Rodents: An In Vivo Model for the Study of Microbe-Microbe Interactions. Frontiers in Microbiology. 7, 1-7 (2016).
  48. Dutzan, N., et al. On-going Mechanical Damage from Mastication Drives Homeostatic Th17 Cell Responses at the Oral Barrier. Immunity. 46 (1), 133-147 (2017).
  49. Sima, C., et al. Nuclear Factor Erythroid 2-Related Factor 2 Down-Regulation in Oral Neutrophils Is Associated with Periodontal Oxidative Damage and Severe Chronic Periodontitis. The American Journal of Pathology. 186 (6), 1417-1426 (2016).
check_url/fr/59667?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Chadwick, J. W., Glogauer, M. Robust Ligature-Induced Model of Murine Periodontitis for the Evaluation of Oral Neutrophils. J. Vis. Exp. (155), e59667, doi:10.3791/59667 (2020).

View Video