Summary

Robust ligatur-induceret model af murine periodontitis til evaluering af orale neutrofiler

Published: January 21, 2020
doi:

Summary

Denne artikel præsenterer en protokol til etablering af en ligatur-induceret model af murine parodontitis involverer flere maxillær molars, hvilket resulterer i større områder af de involverede gingival væv og knogler til efterfølgende analyse samt reduceret dyre brug. En teknik til at vurdere orale neutrofiler på en måde, der svarer til forsøgspersoner, er også beskrevet.

Abstract

De vigtigste fordele ved at studere Patofysiologi af Periodontal sygdom udnytter murine modeller er de reducerede udgifter til dyr, vifte af genetisk modificerede stammer, det store antal analyser, der kan udføres på høstede bløde og hårde væv. Mange af disse systemer er imidlertid genstand for en proceduremæssig kritik. Alternativt kan den ligatur-inducerede model for Periodontal sygdom, der drives af lokal udvikling og fastholdelse af et dysbiotisk oralt mikrobiom, anvendes, hvilket hurtigt induceres og er relativt pålideligt. Desværre, varianterne af ligatur-induceret murine parodontitis protokol er isoleret til fokale regioner af periodontium og underlagt for tidlig avulsionsfrakturer af den installerede ligatur. Dette minimerer mængden af væv til rådighed for efterfølgende analyser og øger antallet af dyr, der kræves for undersøgelse. Denne protokol beskriver de præcise manipulationer, der kræves for at placere udvidede molære ligaturer med forbedret fastholdelse og brug af en ny skylle teknik til at inddrive orale neutrofiler i mus med en alternativ tilgang, der mindsker ovennævnte tekniske udfordringer.

Introduction

Periodontal disease (PD) er en osteolytisk tilstand forbundet med signifikant vært sygelighed og økonomiske byrde, som er manifesteret ved gingival betændelse og tab af både blødt væv vedhæftet fil og ossøse støtte til den berørte tandsæt1,2,3,4. Denne proces styres af interaktioner mellem den orale mikrobiota og det medfødte immunsystem af værten. Det er også forbundet med forværring af andre systemiske inflammatoriske sygdomme, herunder diabetes, hjerte-kar-sygdom, og kræft5,6,7,8. Historisk set var det en hypotese, at PD patogenesen er afhængig af store mængder af specifikke bakterier såsom Porphyromonas gingivalis9. Nylige beviser tyder imidlertid på, at den mikrobielle bestanddel af PD er medieret af Dental biofilm. Biofilm er et organiseret, komplekst fællesskab af talrige mikroorganismer, der kan eksistere i sunde symbiotiske og destruktive dysbiotiske tilstande10,11. Den orale biofilm giver normalt resistens over for værten ved at forhindre etablering af Foci af patogene bakterier og fremmer ideelle gingival væv struktur og funktion gennem regulering af værten immunrespons12,13. Perturbationer af det ækvibriske forhold mellem kommensal organismer i mundhulen og værts immunsystemet kan føre til ændringer i vævs homøostase, hvilket resulterer i dysbacteriosis og udvikling af kendetegnende kliniske og radiografiske optrædener af PD5,10,12,13,14.

Interessant, etablering af en mundtlig dysbacteriosis, mens det er nødvendigt for initiering af PD, er ikke tilstrækkelig til at drive PD i alle individer, glemt mod evnen af værten immunrespons til at undergrave overgangen af mikrobiota mellem symbiotiske og dysbiotiske stater15. Dette placerer et særligt fokus på de midler, hvorigennem PD påvirker en af de førende tegn i det medfødte immunsystem, nemlig polymorphonukleen granulocyt (PMN), eller neutrofile, fra lokale og systemiske perspektiver16,17.

Hos mennesker rekrutteres Pmn’er fra cirkulationen med en hastighed på ~ 2 x 106 celler/h i sunde parodontal bindevæv, hvor de er den dominerende leukocyt population. Her er de efterfølgende bortvist fra gingival sulcus i mundhulen som en bestanddel af gingival crevicular væske. I nærværelse af PD, neutrofili manifesterer inden for cirkulation og mundhulen, hvor disse Effector celler besidder en hyperinflammatorisk fænotype, der fører til ovennævnte ødelæggelse af periodontium17,18,19,20,21,22. Derfor er forståelse af PMNs rolle i PD og andre systemiske inflammatoriske tilstande af yderste vigtighed.

Selv om det er almindeligt anerkendt, at kroniske sygdomme er gensidigt forbundet med PD, er de underliggende mekanismer endnu ikke belyst, hvilket bidrager til vanskeligheder med håndteringen af disse morbid og potentielt dødelige systemiske tilstande. Flere eksperimentelle dyremodeller, hver med unikke fordele og ulemper, er blevet udnyttet til at studere Patofysiologi af PD23,24. Fokus specifikt på murine modeller, der er en række protokoller, hvorigennem undersøgelsen af PD lettes; men de besidder flere tekniske og fysiologiske mangler25,26,27,28,29,30,31.

Første, den orale sonde musemodel kræver talrige orale vaccinationer af humane Periodontal patogener til at generere gingival inflammation og knogletab. Derudover, det er generelt forud for en periode med antibiotisk behandling til at undergrave murine kommensal oral flora25. Denne model kræver ofte specialiseret træning til sikkert at udføre den orale sonde, bruger kun en lille brøkdel af Periodontal patogener fra det mere komplekse humane orale mikrobiom, og kræver flere måneder til at etablere alveolært knogletab.

I modsætning hertil anvender kemisk inducerede murine modeller oral levering af trinitrobenzen sulfonsyre (TNB’ER) eller dextran sulfat natrium (DSS), agenter, der almindeligvis anvendes til at etablere murine-modeller af colitis over en periode på flere måneder for at inducere Periodontal knogletab26. Intraorale og ekstra abscess-baserede modeller er tilgængelige, som involverer murine-incisorer og væv i dorsum samt calvarium, hhv. I den tidligere byld model, flere injektioner af bakterier administreres, skabe flere gingival abscesser og en mangel på alveolær knogletab, begrænse deres anvendelse i studiet af PD. Sidstnævnte byld modeller er betydeligt mere tilbøjelige til at studere bakteriel virulens, inflammation, og knogleresorption på steder uden for mundhulen, som eliminerer evaluering af periodontium og orale mikrobiom27,28,29,30,31.

Ved hjælp af ligatur-induceret model af periodontitis, en flettet silke sutur er almindeligt blevet installeret omformet omkring den anden Molar. Alternativt kan der indsættes et enkelt lineært segment af suturmateriale mellem første og anden molarer32,33. Målet med ligatur placeringen er at lette bakterie ophobning og generere dysbiosis i gingival sulci, resulterer i Periodontal væv betændelse og ødelæggelse af væv komponere periodontium. Mest bemærkelsesværdigt, denne model er i stand til at producere betydeligt mere alveolært knogletab i forhold til de mere almindeligt anvendte oral sonde model34. Yderligere komplicere brugen af oral sonde model er den naturlige modstand af flere stammer af mus (dvs., C57BL/6) til at udvikle alveolær knogletab. Dette er også problematisk, da denne stamme er den hyppigst anvendte i murine-baseret dyreforskning35.

De eksisterende procedurer beskrevet af marchesan et al. og abe og hajishengallis blev udtænkt for at forenkle den tekniske handling med at placere ligatur33,36. Desværre kræver den tidligere protokol specialiseret 3D-printet udstyr og besidder potentialet for for tidligt ligatur tab, hvilket øger dyrenes brug og omkostningerne forbundet med ekstra tid tilbragt i operationsstuen. Desuden genererer begge protokoller kun små områder af det syge periodontium, der er til rådighed til en undersøgelse.

De fordele, der ligger med denne teknik er jordet i den samtidige undersøgelse af oral dysbiosis og Immunologi, der regulerer periodontium, udnyttelse af lavpris dyr med forskellige genetiske baggrunde, og enkle boliger og opdrætspraksis. Som sådan bør målene være at maksimere mængden af sygt væv og, i forsøget på at praktisere principperne for reduktion af dyreforsøg, reducere dyre forbruget til et niveau så lavt som muligt. Dette kræver, at alle dyr kan indgå i eksperimentelle analyser37. Men, det skal bemærkes, at uanset hvilken dyremodel af Periodontal sygdom udnyttes, der er ingen enkelt model, der omfatter alle elementer af menneskelig PD patofysiologi.

Denne nye protokol beskæftiger placeringen af en ligatur omkring flere maxillær Molar tænder ved hjælp af instrumentering og materialer, der findes inden for de fleste laboratorier. Det giver en tilstrækkelig mængde tid til nemt og trygt at installere en ligatur, der er usandsynligt at avulse for tidligt. Endelig, som PMNs koordinere ødelæggelse af periodontium i PD, en ny metode til at inddrive orale neutrofiler på en måde svarende til mennesker er også præsenteret.

Protocol

Alle murine undersøgelser overholdt de relevante etiske regler og blev godkendt af University of Toronto Animal Care udvalg og Forskningsetiske Råd (protokol 20011930). 1. montering af ligatur Bemærk: Dette er en ikke-steril kirurgisk procedure, der kan udføres i en standard Operations Theater. Brugen af kimfri dyr (ikke dækket her) mandater håndtering i en biosikkerhed kabinet, brug af sterile instrumenter, og inokulering af mundhulen med Periodontal patogener …

Representative Results

Repræsentative flow cytometri data fra orale skylle prøver af en naiv (figur 3a) og betændset (figur 3B) murine mundhulen sekundær til ligatur-induceret parodontitis er tilvejebragt. Der påvises også genoprettelse af Pmn’er fra en installeret ligatur (figur 3C). Flow flowcytometer kanal spændinger blev kalibreret manuelt, og kompensation blev udført med enkelt plettet kompen…

Discussion

Det mest kritiske element i forbindelse med brugen af murine ligatur-induceret model af parodontitis er centreret omkring fastholdelse af ligatur indtil tidspunktet for offer eller forsætlig fjernelse. Den installerede biofilm-retentive ligatur er i stand til at inducere et betydeligt tab af alveolær knogle højde i så få som 6 dage, plateauing mellem den 11 – 16 dages periode39. Beslutningen om at ofre dyremotiver før den maksimale periode af knogletab, hvilket gør dette til en meget kort…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

J. W. C. støttes af de canadiske institutter for sundhedsforskning (CIHR). Forfatterne vil gerne takke Dr. Chunxiang Sun for hendes hjælp til at udføre trypan og et blå farvning.

Materials

Anti-mouse F4/80 Antibody BioLegend 123131 BV421, Clone BM8
Anti-mouse Ly6G Antibody BD 560602 PerCP-Cy5.5, Clone 1A8
C57BL/6 Male Mice Charles River 8 to 12 weeks old
Conical Centrifuge Tube FroggaBio TB15-500 15 mL
Conical Centrifuge Tube FroggaBio TB50-500 50 mL
FACS Buffer Multiple 1% BSA (BioShop), 2mM EDTA (Merck), 1x HBSS-/- (Gibco)
FACSDiva BD v8.0.1
Fibre-Lite Dolan-Jenner Model 180
FlowJo Tree Star v10.0.8r1
Heat Therapy Pump Hallowell HTP-1500
Hot Glass Bead Sterilizer Electron Microscopy Sciences 66118-10 Germinator 500
Iris Scissors Almedic 7602-A8-684 Straight
Ketamine Vetoquinol 100mg/mL
LSRFortessa BD X-20
Mouse Serum Sigma M5905-5ML
Nylon Mesh Filter Fisher Scientific 22-363-547 40 µm
Paraformaldehyde Fisher Scientific 28908 16% (w/v), Methanol Free
Phosphate-buffered Saline Sigma D1408-500ML Without CaCl2 and MgCl2, 10x
Plastic Disposable Syringes BD 309659 1 mL
Rat Serum Sigma R9759-5ML
Silk Suture Covidien SS652 C13 USP 5-0
Splinter Forceps Almedic 7726-A10-700 #1
Splinter Forceps Almedic 7727-A10-704 #5
Stereo Dissecting Microscope Carl Zeiss 28865 Photo-Zusatz
Sterile Hypodemic Needle BD 305111 26G X 1/2"
Syringe BD 309659 1 mL
Xylazine Rompun 20mg/mL

References

  1. Hajishengallis, G. Immunomicrobial pathogenesis of periodontitis: keystones, pathobionts, and host response. Trends in Immunology. 35 (1), 3-11 (2014).
  2. Pihlstrom, B. L., Michalowicz, B. S., Johnson, N. W. Periodontal diseases. Lancet. 366 (9499), 1809-1820 (2005).
  3. Richards, D. Oral Diseases affect some 3.9 Billion people. Evidence-Based Dentistry. 14 (2), 35 (2013).
  4. Listl, S., Galloway, J., Mossey, P. A., Marcenes, W. Global Economic Impact of Dental Diseases. Journal of Dental Research. 94 (10), 1355-1361 (2015).
  5. Hajishengallis, G. Periodontitis: from microbial immune subversion to systemic inflammation. Nature Reviews Immunology. 15 (1), 30-44 (2015).
  6. Preshaw, P. M., et al. Periodontitis and diabetes: a two-way relationship. Diabetologia. 55 (1), 21-31 (2012).
  7. Kampits, C., et al. Periodontal disease and inflammatory blood cytokines in patients with stable coronary artery disease. Journal of Applied Oral Sciences. 24 (4), 352-358 (2016).
  8. Fitzpatrick, S. G., Katz, J. The association between periodontal disease and cancer: A review of the literature. Journal of Dentistry. 38 (2), 83-95 (2010).
  9. Socransky, S. S., Haffajee, A. D. Periodontal microbial ecology. Periodontology 2000. 38 (1), 135-187 (2005).
  10. Marsh, P. D. Microbial Ecology of Dental Plaque and its Significance in Health and Disease. Advances in Dental Research. 8 (2), 263-271 (1994).
  11. Berezow, A. B., Darveau, R. P. Microbial shift and periodontitis. Periodontology 2000. 55 (1), 36-47 (2011).
  12. Roberts, F. A., Darveau, R. P. Microbial protection and virulence in periodontal tissue as a function of polymicrobial communities: symbiosis and dysbiosis. Periodontology 2000. 69 (1), 18-27 (2015).
  13. Macpherson, A. J., Harris, N. L. Interactions between commensal intestinal bacteria and the immune system. Nature Reviews Immunology. 4 (6), 478-485 (2004).
  14. Hajishengallis, G., et al. Low-Abundance Biofilm Species Orchestrates Inflammatory Periodontal Disease through the Commensal Microbiota and Complement. Cell Host Microbe. 10 (5), 497-506 (2011).
  15. Löe, H., Anerud, A., Boysen, H., Morrison, E. Natural history of periodontal disease in man. Rapid, moderate and no loss of attachment in Sri Lankan laborers 14 to 46 years of age. Journal of Clinical Periodontology. 13 (5), 431-445 (1986).
  16. Lakschevitz, F. S., et al. Identification of neutrophil surface marker changes in health and inflammation using high-throughput screening flow cytometry. Experimental Cell Research. 342 (2), 200-209 (2016).
  17. Fine, N., et al. Distinct Oral Neutrophil Subsets Define Health and Periodontal Disease States. Journal of Dental Research. 95 (8), 931-938 (2016).
  18. Landzberg, M., Doering, H., Aboodi, G. M., Tenenbaum, H. C., Glogauer, M. Quantifying oral inflammatory load: oral neutrophil counts in periodontal health and disease. Journal of Periodontal Research. 50 (3), 330-336 (2015).
  19. Bender, J. S., Thang, H., Glogauer, M. Novel rinse assay for the quantification of oral neutrophils and the monitoring of chronic periodontal disease. Journal of Periodontal Research. 41 (3), 214-220 (2006).
  20. Johnstone, A. M., Koh, A., Goldberg, M. B., Glogauer, M. A Hyperactive Neutrophil Phenotype in Patients With Refractory Periodontitis. Journal of Periodontology. 78 (9), 1788-1794 (2007).
  21. Figueredo, C. M. S., Fischer, R. G., Gustafsson, A. Aberrant Neutrophil Reactions in Periodontitis. Journal of Periodontology. 76 (6), 951-955 (2005).
  22. Christan, C., Dietrich, T., Hägewald, S., Kage, A., Bernimoulin, J. -. P. White blood cell count in generalized aggressive periodontitis after non-surgical therapy. Journal of Clinical Periodontology. 29 (3), 201-206 (2002).
  23. Oz, H. S., Puleo, D. A. Animal models for periodontal disease. Journal of Biomedicine and Biotechnology. , 1-8 (2011).
  24. Struillou, X., Boutigny, H., Soueidan, A., Layrolle, P. Experimental animal models in periodontology: a review. Open Dentistry Journal. 4 (1), 37-47 (2010).
  25. Baker, P. J., Evans, R. T., Roopenian, D. C. Oral infection with Porphyromonas gingivalis and induced alveolar bone loss in immunocompetent and severe combined immunodeficient mice. Archives of Oral Biology. 39 (12), 1035-1040 (1994).
  26. Oz, H. S., Ebersole, J. L. A novel murine model for chronic inflammatory alveolar bone loss. Journal of Periodontal Research. 45 (1), 94-99 (2010).
  27. Zubery, Y., et al. Bone resorption caused by three periodontal pathogens in vivo in mice is mediated in part by prostaglandin. Infections and Immunity. 66 (9), 4158-4162 (1998).
  28. Feuille, F., Ebersole, J. L., Kesavalu, L., Stepfen, M. J., Holt, S. C. Mixed infection with Porphyromonas gingivalis and Fusobacterium nucleatum in a murine lesion model: potential synergistic effects on virulence. Infections and Immunity. 64 (6), 2094-2100 (1996).
  29. Yoshimura, M., et al. Proteome analysis of Porphyromonas gingivalis cells placed in a subcutaneous chamber of mice. Oral Microbiology and Immunology. 23 (5), 413-418 (2008).
  30. Kesavalu, L., Ebersole, J. L., Machen, R. L., Holt, S. C. Porphyromonas gingivalis virulence in mice: induction of immunity to bacterial components. Infections and Immunity. 60 (4), 1455-1464 (1992).
  31. Liu, P., Haake, S. K., Gallo, R. L., Huang, C. A novel vaccine targeting Fusobacterium nucleatum against abscesses and halitosis. Vaccine. 27 (10), 1589-1595 (2009).
  32. Jiao, Y., et al. Induction of Bone Loss by Pathobiont-Mediated Nod1 Signaling in the Oral Cavity. Cell Host Microbe. 13 (5), 595-601 (2013).
  33. Abe, T., Hajishengallis, G. Optimization of the ligature-induced periodontitis model in mice. Journal of Immunological Methods. 394 (1-2), 49-54 (2013).
  34. de Molon, R. S., et al. Long-term evaluation of oral gavage with periodontopathogens or ligature induction of experimental periodontal disease in mice. Clinical Oral Investigations. 20 (6), 1203-1216 (2016).
  35. Baker, P. J., Dixon, M., Roopenian, D. C. Genetic control of susceptibility to Porphyromonas gingivalis-induced alveolar bone loss in mice. Infections and Immunity. 68 (10), 5864-5868 (2000).
  36. Marchesan, J., et al. An experimental murine model to study periodontitis. Nature Protocols. 13 (10), 2247-2267 (2018).
  37. Flecknell, P. Replacement, reduction and refinement. ALTEX: Alternatives to Animal Experiments. 19 (2), 73-78 (2002).
  38. Fine, N., et al. Primed PMNs in healthy mouse and human circulation are first responders during acute inflammation. Blood Advances. 3 (10), 1622-1637 (2019).
  39. Viniegra, A., et al. Resolving Macrophages Counter Osteolysis by Anabolic Actions on Bone Cells. Journal of Dental Research. 97 (10), 1160-1169 (2018).
  40. Häärä, O., et al. Ectodysplasin regulates activator-inhibitor balance in murine tooth development through Fgf20 signaling. Development. 139 (17), 3189-3199 (2012).
  41. Tsukasaki, M., et al. Host defense against oral microbiota by bone-damaging T cells. Nature Communications. 9 (1), 1-11 (2018).
  42. Hiyari, S., et al. Ligature-induced peri-implantitis and periodontitis in mice. Journal of Clinical Periodontology. 45 (1), 89-99 (2018).
  43. Eskan, M. A., et al. The leukocyte integrin antagonist Del-1 inhibits IL-17-mediated inflammatory bone loss. Nature Immunology. 13 (5), 465-473 (2012).
  44. Dutzan, N., et al. A dysbiotic microbiome triggers T H 17 cells to mediate oral mucosal immunopathology in mice and humans. Science Translational Medicine. 10 (463), 1-12 (2018).
  45. Chun, J., Kim, K. Y., Lee, J., Choi, Y. The analysis of oral microbial communities of wild-type and toll-like receptor 2-deficient mice using a 454 GS FLX Titanium pyrosequencer. BMC Microbiology. 10 (1), 1-8 (2010).
  46. Rovin, S., Costich, E. R., Gordon, H. A. The influence of bacteria and irritation in the initiation of periodontal disease in germfree and conventional rats. Journal of Periodontal Research. 1 (3), 193-204 (1966).
  47. Martín, R., Bermúdez-Humarán, L. G., Langella, P. Gnotobiotic Rodents: An In Vivo Model for the Study of Microbe-Microbe Interactions. Frontiers in Microbiology. 7, 1-7 (2016).
  48. Dutzan, N., et al. On-going Mechanical Damage from Mastication Drives Homeostatic Th17 Cell Responses at the Oral Barrier. Immunity. 46 (1), 133-147 (2017).
  49. Sima, C., et al. Nuclear Factor Erythroid 2-Related Factor 2 Down-Regulation in Oral Neutrophils Is Associated with Periodontal Oxidative Damage and Severe Chronic Periodontitis. The American Journal of Pathology. 186 (6), 1417-1426 (2016).

Play Video

Citer Cet Article
Chadwick, J. W., Glogauer, M. Robust Ligature-Induced Model of Murine Periodontitis for the Evaluation of Oral Neutrophils. J. Vis. Exp. (155), e59667, doi:10.3791/59667 (2020).

View Video