Summary

Robust Ligature-inducerad modell av murina parodontit för utvärdering av orala neutrofiler

Published: January 21, 2020
doi:

Summary

Denna artikel presenterar ett protokoll för upprättande av en Ligature-inducerad modell av murina parodontit med flera maxillary molarer, vilket resulterar i större områden av de inblandade gingival vävnad och ben för efterföljande analys samt minskad användning av djur. En teknik för att bedöma orala neutrofiler på ett sätt som motsvarar de mänskliga försökspersonerna beskrivs också.

Abstract

De främsta fördelarna med att studera patofysiologin för parodontit använda murina modeller är den minskade kostnaden för djur, en rad genetiskt modifierade stammar, det stora antalet analyser som kan utföras på skördade mjuk och hård vävnad. Många av dessa system är dock föremål för procedurmässig kritik. Som ett alternativ, den ligatur-inducerad modell av parodontit, driven av lokaliserad utveckling och retention av en dysbiotic oral microbiome, kan användas, som snabbt induceras och relativt tillförlitlig. Tyvärr, de varianter av ligatur-inducerad murin parodontit protokollet är isolerade till fokala regioner i den och föremål för förtida avulsion av den installerade ligatur. Detta minimerar mängden vävnad som finns tillgänglig för efterföljande analyser och ökar antalet djur som krävs för studier. Detta protokoll beskriver de exakta manipulationer som krävs för att placera förlängda molar-ligaturer med förbättrad retention och användning av en ny sköljteknik för att återvinna orala neutrofiler hos möss med ett alternativt tillvägagångssätt som lindrar de tidigare nämnda tekniska utmaningar.

Introduction

Parodontit (PD) är ett osteolytiskt tillstånd i samband med betydande värd morbiditet och ekonomisk börda, vilket manifesteras av gingival inflammation och förlust av både mjuk vävnad kvarstad och bendefekter stöd för den drabbade tandbildning1,2,3,4. Denna process styrs av interaktioner mellan den orala bakterieflora och medfödda immunförsvaret hos värden. Det är också förknippat med exacerbation av andra systemiska inflammatoriska sjukdomar inklusive diabetes, hjärt-kärlsjukdom, och cancer5,6,7,8. Historiskt, det var en hypotes om att PD patogenes är beroende av stora mängder av specifika bakterier såsom Porphyromonas gingivalis9. De senaste bevisen tyder dock på att den mikrobiella komponenten i PD förmedlas av den odontologiska biofilmen. Den biofilm är en organiserad, komplex gemenskap av många mikroorganismer som kan existera i friska symbiotiska och destruktiva dysbiotiska stater10,11. Den muntliga biofilm ger normalt motstånd mot värden genom att förhindra inrättandet av Foci av patogena bakterier och främjar ideal gingival vävnad struktur och funktion genom reglering av värden immunsvar12,13. Perturbations av det equilibrious förhållandet mellan kommensaler organismer inom munhålan och värd immunsystemet kan leda till förändringar i vävnad homeostas, vilket resulterar i dysbacteriosis och utveckling av Hallmark kliniska och radiografiska framträdanden av PD5,10,12,13,14.

Intressant, inrättandet av en muntlig dysbacteriosis, samtidigt som krävs för initiering av PD, är inte tillräckligt för att köra PD i alla individer, undkommer mot förmågan hos värden immunsvar att undergräva övergången av bakterieflora mellan symbiotiska och dysbiotiska stater15. Detta sätter en särskild strålkastarljuset på de medel genom vilka PD påverkar en av de ledande tecknen i det medfödda immunförsvaret, nämligen polymorfonukleära granulocyt (PMN), eller neutrofila, från lokala och systemiska perspektiv16,17.

Hos människa rekryteras PMNs från cirkulationen med en hastighet av ~ 2 x 106 celler/h i friska parodontala bindväv, där de är den dominerande leukocytpopulationen. Här, de är sedan utvisas från gingival sulcus i munhålan som en del av gingival crevicular vätska. I närvaro av PD, neutrofili manifesterar i cirkulationen och munhålan, där dessa effektorceller har en hyperinflammatorisk fenotyp som leder till den ovan nämnda förstörelsen av den17,18,19,20,21,22. Därför är det ytterst viktigt att förstå PMNs roll i PD och andra systemiska inflammatoriska tillstånd.

Även om det är allmänt accepterat att kroniska sjukdomar är ömsesidigt knutna till PD, har de bakomliggande mekanismerna ännu inte klarlagts, vilket bidrar till svårigheterna i hanteringen av dessa sjukliga och potentiellt dödliga systemiska tillstånd. Flera experimentella djurmodeller, var och en med unika fördelar och nackdelar, har utnyttjats för att studera patofysiologin hos PD23,24. Med särskilt fokus på murina modeller, det finns en mängd olika protokoll genom vilka studien av PD underlättas; de har dock flera tekniska och fysiologiska brister25,26,27,28,29,30,31.

Först, den muntliga sonden musmodellen kräver många muntliga vaccinationer av mänskliga parodontala patogener att generera gingival inflammation och benförlust. Dessutom är det i allmänhet föregås av en period av antibiotikabehandling för att undergräva murina kommensaler oral Flora25. Denna modell kräver ofta specialiserad utbildning för att säkert utföra den muntliga sonden, använder endast en liten del av parodontala patogener från mer komplexa mänskliga oral microbiome, och kräver flera månader för att etablera alveolära benförlust.

I motsats, kemiskt inducerade murin modeller utnyttja den muntliga leveransen av Trinitrobensen sulfonsyra (TNBS) eller dextran sulfate natrium (DSS), agenter som vanligen används för att fastställa murina modeller av kolit under en period av flera månader för att inducera parodontala benförlust26. Intraorala och extraorala abscess-baserade modeller finns tillgängliga, som involverar murina incisorer och vävnader av dorsum samt calvarium, respektive. I fd abscess modell, flera injektioner av bakterier administreras, skapa flera gingival bölder och en brist på alveolära benförlust, begränsa deras användning i studien av PD. De senare abscess modellerna är betydligt mer benägna att studera bakteriell virulens, inflammation, och benresorption på platser utanför munhålan, vilket eliminerar utvärderingen av den och oral mikrobiomet27,28,29,30,31.

Med hjälp av Ligature-inducerad modell av parodontit, en flätad sidensutur har vanligen installerats runt om den andra molar. Som ett alternativ kan ett enda linjärt segment av suturmaterial sättas in mellan den första och andra molarer32,33. Målet med ligatur placeringen är att underlätta bakteriell ackumulering och generera dysbios inom gingival sulci, vilket resulterar i parodontala vävnad inflammation och förstörelse av vävnaderna komponera periodontium. Framför allt, denna modell är kapabel att producera betydligt mer alveolär benförlust jämfört med de vanligare orala sontmjöl modell34. Ytterligare komplierar användningen av den muntliga sondmatning modellen är det naturliga motståndet av flera stammar av möss (dvs, C57BL/6) att utveckla alveolära benförlust. Detta är också problematiskt, eftersom denna stam är den mest använda i Murine-baserade djur forskning35.

Befintliga förfaranden som beskrivs av marchesan et al. och Abe och hajishengallis utformades för att förenkla den tekniska handlingen att placera ligatur33,36. Tyvärr kräver det tidigare protokollet specialiserad 3D-tryckt utrustning och besitter potentialen för för tidig ligatur förlust, vilket ökar djurens användning och kostnaderna i samband med ytterligare tid i operationssalen. Dessutom genererar båda protokollen endast små regioner av det sjuka den som finns för en studie.

De fördelar som ligger i denna teknik är förankrade i den samtidiga studien av oral dysbios och immunologi som styr periodontium, utnyttjande av låg kostnad djur med olika genetiska bakgrunder, och enkla bostäder och djurhållning praxis. Som sådana bör mål vara att maximera volymerna av sjuk vävnad och, i försök att öva principerna för minskning av djurförsök, minska djur konsumtionen till en så låg nivå som möjligt. Detta förutsätter att alla djur kan inkluderas i experimentella analyser37. Det bör dock noteras att oavsett vilken djurmodell av parodontit utnyttjas, det finns ingen enda modell som omfattar varje del av mänskliga PD patofysiologi.

Detta nya protokoll sysselsätter placeringen av en ligatur runt flera maxillary molar tänder med hjälp av instrumentering och material som finns inom de flesta laboratorier. Det tillåter en tillräcklig mängd tid för att enkelt och tryggt installera en ligatur som sannolikt inte kommer att avulse för tidigt. Slutligen, eftersom PMNs samordnar förstörelsen av den i PD, en ny metod för att återvinna orala neutrofiler på ett sätt som liknar människor presenteras också.

Protocol

Alla murina studier uppfyllde de relevanta etiska föreskrifterna och godkändes av University of Toronto djur vårds nämnd och forskningsetik nämnden (protokoll 20011930). 1. ligatur installation Anmärkning: Detta är en icke-sterila kirurgiska ingrepp som kan utföras i en Standard Operating Theater. Användningen av bakteriefria djur (som inte omfattas här) mandat hantering inom ett biosäkerhetsskåp, användning av sterila instrument, och inympning av munhål…

Representative Results

Representativa flödescytometri data från orala sköljprover av en naiv (figur 3a) och inflammerad (figur 3B) murina munhålan sekundärt till ligatur-inducerad parodontit tillhandahålls. Indrivningen av PMNs från en installerad ligatur påvisas också (figur 3C). Flow flödescytometerns kanal spänningar kalibrerades manuellt, och kompensation utfördes med enfärgade ersättnin…

Discussion

Den mest kritiska elementet i samband med användning av murina ligatur-inducerad modell av parodontit är centrerad kring retention av ligatur fram till tidpunkten för uppoffring eller avsiktlig avlägsnande. Den installerade biofilm-glans ligatur kan inducera en betydande förlust av alveolära benhöjd på så få som 6 dagar, plateauing mellan 11 – 16 dagars period39. Beslutet att offra djur försökspersoner innan den maximala perioden av benförlust, vilket gör detta till en mycket korta…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

JW C. stöds av den kanadensiska institut för hälsoforskning (CIHR). Författarna skulle vilja tacka Dr Chunxiang Sun för hennes hjälp med att utföra trypan Blåfärgning.

Materials

Anti-mouse F4/80 Antibody BioLegend 123131 BV421, Clone BM8
Anti-mouse Ly6G Antibody BD 560602 PerCP-Cy5.5, Clone 1A8
C57BL/6 Male Mice Charles River 8 to 12 weeks old
Conical Centrifuge Tube FroggaBio TB15-500 15 mL
Conical Centrifuge Tube FroggaBio TB50-500 50 mL
FACS Buffer Multiple 1% BSA (BioShop), 2mM EDTA (Merck), 1x HBSS-/- (Gibco)
FACSDiva BD v8.0.1
Fibre-Lite Dolan-Jenner Model 180
FlowJo Tree Star v10.0.8r1
Heat Therapy Pump Hallowell HTP-1500
Hot Glass Bead Sterilizer Electron Microscopy Sciences 66118-10 Germinator 500
Iris Scissors Almedic 7602-A8-684 Straight
Ketamine Vetoquinol 100mg/mL
LSRFortessa BD X-20
Mouse Serum Sigma M5905-5ML
Nylon Mesh Filter Fisher Scientific 22-363-547 40 µm
Paraformaldehyde Fisher Scientific 28908 16% (w/v), Methanol Free
Phosphate-buffered Saline Sigma D1408-500ML Without CaCl2 and MgCl2, 10x
Plastic Disposable Syringes BD 309659 1 mL
Rat Serum Sigma R9759-5ML
Silk Suture Covidien SS652 C13 USP 5-0
Splinter Forceps Almedic 7726-A10-700 #1
Splinter Forceps Almedic 7727-A10-704 #5
Stereo Dissecting Microscope Carl Zeiss 28865 Photo-Zusatz
Sterile Hypodemic Needle BD 305111 26G X 1/2"
Syringe BD 309659 1 mL
Xylazine Rompun 20mg/mL

References

  1. Hajishengallis, G. Immunomicrobial pathogenesis of periodontitis: keystones, pathobionts, and host response. Trends in Immunology. 35 (1), 3-11 (2014).
  2. Pihlstrom, B. L., Michalowicz, B. S., Johnson, N. W. Periodontal diseases. Lancet. 366 (9499), 1809-1820 (2005).
  3. Richards, D. Oral Diseases affect some 3.9 Billion people. Evidence-Based Dentistry. 14 (2), 35 (2013).
  4. Listl, S., Galloway, J., Mossey, P. A., Marcenes, W. Global Economic Impact of Dental Diseases. Journal of Dental Research. 94 (10), 1355-1361 (2015).
  5. Hajishengallis, G. Periodontitis: from microbial immune subversion to systemic inflammation. Nature Reviews Immunology. 15 (1), 30-44 (2015).
  6. Preshaw, P. M., et al. Periodontitis and diabetes: a two-way relationship. Diabetologia. 55 (1), 21-31 (2012).
  7. Kampits, C., et al. Periodontal disease and inflammatory blood cytokines in patients with stable coronary artery disease. Journal of Applied Oral Sciences. 24 (4), 352-358 (2016).
  8. Fitzpatrick, S. G., Katz, J. The association between periodontal disease and cancer: A review of the literature. Journal of Dentistry. 38 (2), 83-95 (2010).
  9. Socransky, S. S., Haffajee, A. D. Periodontal microbial ecology. Periodontology 2000. 38 (1), 135-187 (2005).
  10. Marsh, P. D. Microbial Ecology of Dental Plaque and its Significance in Health and Disease. Advances in Dental Research. 8 (2), 263-271 (1994).
  11. Berezow, A. B., Darveau, R. P. Microbial shift and periodontitis. Periodontology 2000. 55 (1), 36-47 (2011).
  12. Roberts, F. A., Darveau, R. P. Microbial protection and virulence in periodontal tissue as a function of polymicrobial communities: symbiosis and dysbiosis. Periodontology 2000. 69 (1), 18-27 (2015).
  13. Macpherson, A. J., Harris, N. L. Interactions between commensal intestinal bacteria and the immune system. Nature Reviews Immunology. 4 (6), 478-485 (2004).
  14. Hajishengallis, G., et al. Low-Abundance Biofilm Species Orchestrates Inflammatory Periodontal Disease through the Commensal Microbiota and Complement. Cell Host Microbe. 10 (5), 497-506 (2011).
  15. Löe, H., Anerud, A., Boysen, H., Morrison, E. Natural history of periodontal disease in man. Rapid, moderate and no loss of attachment in Sri Lankan laborers 14 to 46 years of age. Journal of Clinical Periodontology. 13 (5), 431-445 (1986).
  16. Lakschevitz, F. S., et al. Identification of neutrophil surface marker changes in health and inflammation using high-throughput screening flow cytometry. Experimental Cell Research. 342 (2), 200-209 (2016).
  17. Fine, N., et al. Distinct Oral Neutrophil Subsets Define Health and Periodontal Disease States. Journal of Dental Research. 95 (8), 931-938 (2016).
  18. Landzberg, M., Doering, H., Aboodi, G. M., Tenenbaum, H. C., Glogauer, M. Quantifying oral inflammatory load: oral neutrophil counts in periodontal health and disease. Journal of Periodontal Research. 50 (3), 330-336 (2015).
  19. Bender, J. S., Thang, H., Glogauer, M. Novel rinse assay for the quantification of oral neutrophils and the monitoring of chronic periodontal disease. Journal of Periodontal Research. 41 (3), 214-220 (2006).
  20. Johnstone, A. M., Koh, A., Goldberg, M. B., Glogauer, M. A Hyperactive Neutrophil Phenotype in Patients With Refractory Periodontitis. Journal of Periodontology. 78 (9), 1788-1794 (2007).
  21. Figueredo, C. M. S., Fischer, R. G., Gustafsson, A. Aberrant Neutrophil Reactions in Periodontitis. Journal of Periodontology. 76 (6), 951-955 (2005).
  22. Christan, C., Dietrich, T., Hägewald, S., Kage, A., Bernimoulin, J. -. P. White blood cell count in generalized aggressive periodontitis after non-surgical therapy. Journal of Clinical Periodontology. 29 (3), 201-206 (2002).
  23. Oz, H. S., Puleo, D. A. Animal models for periodontal disease. Journal of Biomedicine and Biotechnology. , 1-8 (2011).
  24. Struillou, X., Boutigny, H., Soueidan, A., Layrolle, P. Experimental animal models in periodontology: a review. Open Dentistry Journal. 4 (1), 37-47 (2010).
  25. Baker, P. J., Evans, R. T., Roopenian, D. C. Oral infection with Porphyromonas gingivalis and induced alveolar bone loss in immunocompetent and severe combined immunodeficient mice. Archives of Oral Biology. 39 (12), 1035-1040 (1994).
  26. Oz, H. S., Ebersole, J. L. A novel murine model for chronic inflammatory alveolar bone loss. Journal of Periodontal Research. 45 (1), 94-99 (2010).
  27. Zubery, Y., et al. Bone resorption caused by three periodontal pathogens in vivo in mice is mediated in part by prostaglandin. Infections and Immunity. 66 (9), 4158-4162 (1998).
  28. Feuille, F., Ebersole, J. L., Kesavalu, L., Stepfen, M. J., Holt, S. C. Mixed infection with Porphyromonas gingivalis and Fusobacterium nucleatum in a murine lesion model: potential synergistic effects on virulence. Infections and Immunity. 64 (6), 2094-2100 (1996).
  29. Yoshimura, M., et al. Proteome analysis of Porphyromonas gingivalis cells placed in a subcutaneous chamber of mice. Oral Microbiology and Immunology. 23 (5), 413-418 (2008).
  30. Kesavalu, L., Ebersole, J. L., Machen, R. L., Holt, S. C. Porphyromonas gingivalis virulence in mice: induction of immunity to bacterial components. Infections and Immunity. 60 (4), 1455-1464 (1992).
  31. Liu, P., Haake, S. K., Gallo, R. L., Huang, C. A novel vaccine targeting Fusobacterium nucleatum against abscesses and halitosis. Vaccine. 27 (10), 1589-1595 (2009).
  32. Jiao, Y., et al. Induction of Bone Loss by Pathobiont-Mediated Nod1 Signaling in the Oral Cavity. Cell Host Microbe. 13 (5), 595-601 (2013).
  33. Abe, T., Hajishengallis, G. Optimization of the ligature-induced periodontitis model in mice. Journal of Immunological Methods. 394 (1-2), 49-54 (2013).
  34. de Molon, R. S., et al. Long-term evaluation of oral gavage with periodontopathogens or ligature induction of experimental periodontal disease in mice. Clinical Oral Investigations. 20 (6), 1203-1216 (2016).
  35. Baker, P. J., Dixon, M., Roopenian, D. C. Genetic control of susceptibility to Porphyromonas gingivalis-induced alveolar bone loss in mice. Infections and Immunity. 68 (10), 5864-5868 (2000).
  36. Marchesan, J., et al. An experimental murine model to study periodontitis. Nature Protocols. 13 (10), 2247-2267 (2018).
  37. Flecknell, P. Replacement, reduction and refinement. ALTEX: Alternatives to Animal Experiments. 19 (2), 73-78 (2002).
  38. Fine, N., et al. Primed PMNs in healthy mouse and human circulation are first responders during acute inflammation. Blood Advances. 3 (10), 1622-1637 (2019).
  39. Viniegra, A., et al. Resolving Macrophages Counter Osteolysis by Anabolic Actions on Bone Cells. Journal of Dental Research. 97 (10), 1160-1169 (2018).
  40. Häärä, O., et al. Ectodysplasin regulates activator-inhibitor balance in murine tooth development through Fgf20 signaling. Development. 139 (17), 3189-3199 (2012).
  41. Tsukasaki, M., et al. Host defense against oral microbiota by bone-damaging T cells. Nature Communications. 9 (1), 1-11 (2018).
  42. Hiyari, S., et al. Ligature-induced peri-implantitis and periodontitis in mice. Journal of Clinical Periodontology. 45 (1), 89-99 (2018).
  43. Eskan, M. A., et al. The leukocyte integrin antagonist Del-1 inhibits IL-17-mediated inflammatory bone loss. Nature Immunology. 13 (5), 465-473 (2012).
  44. Dutzan, N., et al. A dysbiotic microbiome triggers T H 17 cells to mediate oral mucosal immunopathology in mice and humans. Science Translational Medicine. 10 (463), 1-12 (2018).
  45. Chun, J., Kim, K. Y., Lee, J., Choi, Y. The analysis of oral microbial communities of wild-type and toll-like receptor 2-deficient mice using a 454 GS FLX Titanium pyrosequencer. BMC Microbiology. 10 (1), 1-8 (2010).
  46. Rovin, S., Costich, E. R., Gordon, H. A. The influence of bacteria and irritation in the initiation of periodontal disease in germfree and conventional rats. Journal of Periodontal Research. 1 (3), 193-204 (1966).
  47. Martín, R., Bermúdez-Humarán, L. G., Langella, P. Gnotobiotic Rodents: An In Vivo Model for the Study of Microbe-Microbe Interactions. Frontiers in Microbiology. 7, 1-7 (2016).
  48. Dutzan, N., et al. On-going Mechanical Damage from Mastication Drives Homeostatic Th17 Cell Responses at the Oral Barrier. Immunity. 46 (1), 133-147 (2017).
  49. Sima, C., et al. Nuclear Factor Erythroid 2-Related Factor 2 Down-Regulation in Oral Neutrophils Is Associated with Periodontal Oxidative Damage and Severe Chronic Periodontitis. The American Journal of Pathology. 186 (6), 1417-1426 (2016).

Play Video

Citer Cet Article
Chadwick, J. W., Glogauer, M. Robust Ligature-Induced Model of Murine Periodontitis for the Evaluation of Oral Neutrophils. J. Vis. Exp. (155), e59667, doi:10.3791/59667 (2020).

View Video