Summary

インビボ 乳腺内注射によるマウス乳腺上皮細胞への遺伝子導入

Published: February 10, 2023
doi:

Summary

本プロトコルは、乳頭 を介した ウイルスベクターの乳管内注射を記載し、目的の遺伝子を乳腺上皮細胞に送達する。

Abstract

マウス乳腺は、上皮細胞が並ぶ管樹で構成され、各乳首の先端に1つの開口部があります。上皮細胞は乳腺機能に大きな役割を果たしており、ほとんどの乳腺腫瘍の起源です。目的の遺伝子をマウス乳腺上皮細胞に導入することは、上皮細胞における遺伝子機能を評価し、マウス乳腺腫瘍モデルを作成する上で重要なステップです。この目標は、目的の遺伝子を運ぶウイルスベクターをマウス乳管樹に管内注射することによって達成できます。注入されたウイルスはその後乳腺上皮細胞に感染し、目的の遺伝子を持ち込みます。ウイルスベクターは、レンチウイルス、レトロウイルス、アデノウイルス、またはアデノウイルス関連ウイルス(AAV)であり得る。この研究は、ウイルスベクターのマウス乳管内注射を通じて、目的の遺伝子が乳腺上皮細胞にどのように送達されるかを示しています。 GFP を保有するレンチウイルスは送達された遺伝子の安定した発現を示すために使用され、 Erbb2 (HER2 / Neu)を運ぶレトロウイルスは癌遺伝子誘発性の非定型過形成病変および乳腺腫瘍を示すために使用されます。

Introduction

乳腺の上皮細胞は、これらの腺の機能に大きな役割を果たしており、乳がんの起源の主要な細胞です。乳腺生物学および腫瘍形成の研究は、しばしばこれらの細胞への目的の遺伝子の送達を必要とする。各マウス乳腺は、乳頭の先端に単一の開口部を有する上皮細胞によって裏打ちされた管樹を含む。この構造により、乳腺上皮細胞はウイルスベクターに容易にアクセスでき、乳管内注射 を介して 乳管樹の内腔に送達することができます1

乳管内注射の技術は、もともとヤギ、ウサギ、ラットなどのはるかに大きな動物に使用されていました1。マウスのようなはるかに小さな動物の場合、管内注射には多くの繊細なツールとオペレーターのより多くの練習が必要です。マウスの乳管内注射には2つのアプローチがあります。1つは乳首注射1です。もう1つは、外科的曝露後の#3または#4乳腺の一次管の直接注射です1。最初の手法は非侵襲的で、オペレーターが十分に訓練されると高速であるため、この手法がより一般的に使用され、この記事で詳しく説明します。

目的の遺伝子がマイクロインジェクション2,3,4によって受精卵の段階で導入される広く使用されている従来のトランスジェニックマウスモデルと比較して、管内ウイルス注入法による遺伝子送達には、以下を含む多くの利点があります。(2)目的の遺伝子によって課せられる乳腺の正常な発達に対する潜在的な障害を回避します。(3)出生後任意の時期に目的の遺伝子を導入する;(4)目的の遺伝子を2つ以上容易に同時導入できる;(5)感染した癌遺伝子を運ぶ細胞は正常細胞に囲まれているため、自然の腫瘍形成プロセスをよりよく模倣します。(6)TVA(腫瘍ウイルスA、鳥類細胞表面タンパク質およびレトロウイルスRCASベクターの受容体)技術5と組み合わせて、目的の遺伝子を特定の細胞集団に導入して、腫瘍形成の細胞起源を研究し、乳腺における細胞系譜追跡アッセイを実施することができる6789.

レトロウイルス10、レンチウイルス11、12、アデノウイルス13およびアデノウイルス関連ウイルス(AAV)14に由来する任意のベクターを、遺伝物質の管内送達に使用できます。レトロウイルスおよびレンチウイルスベクターは、宿主ゲノムに永久に組み込まれます。これにより、目的の遺伝子を乳腺上皮細胞に安定して導入します。レンチウイルスは遭遇する任意の細胞のゲノムに組み込むことができるが15、レトロウイルスの効率的なゲノム統合には標的細胞の増殖が必要である16。アデノウイルスおよびAAVベクターは感染細胞のゲノムに組み込まれないため、目的の遺伝子を一時的に発現するだけです17,18。この特徴は、フロックス腫瘍抑制遺伝子を欠失させるために、Creなどの目的の遺伝子を短時間だけ発現させる必要がある場合に有利となり得る。

レンチウイルス、アデノウイルス、およびAAVは、遭遇するマウス細胞に感染します。しかし、管腔上皮は基底膜によって間質からさらに分離されている下にある基底層から大部分が絶縁されているため、管内注射は感染を主に乳がんの起源の初代細胞である管腔上皮細胞に限定します。この管腔上皮層内には、幹細胞、前駆細胞、および分化細胞のいくつかのグループを含む、異なる細胞サブタイプもあります。管腔細胞集団内の特定の細胞サブセットに感染するために、TVA技術が使用され得、これを用いて、トリ白血病ウイルス由来RCASベクター510または偽型レンチウイルスベクター11が、幹細胞6または特定の前駆細胞6においてのみ活性であるプロモーターなどの細胞型特異的プロモーターの制御下でTVA導入遺伝子を有するマウスにおいてTVAを発現する細胞に選択的に感染する7または肺胞細胞8またはWnt経路活性細胞9

このプロトコルは、ウイルスベクターの管内注射を通じて乳腺上皮細胞に目的の遺伝子を導入する技術を提示します。次に、導入された遺伝子の発現および結果として生じる過形成病変および腫瘍の検出が実証される。

Protocol

マウスを用いた全ての手順は、施設動物管理使用委員会が承認した動物プロトコルに準拠して実施した。本研究では、9〜12週齢のFVB / NまたはMMTV-tva 雌マウスを使用しました。マウスは、商業的または自作的に入手した( 材料表参照)。Lenti-EGFP (FUCGW)およびRCAS-Erbb2(Neu) ウイルスを使用した。ウイルス調製および力価決定は、以前に公表された報告10<…

Representative Results

代表的なデータは、管内注射の成功、ウイルス感染の成功、および乳腺腫瘍形成に対する送達された遺伝子の影響を示すためにここに提示されています。注入されるウイルスの量は、各実験の目的に合わせて調整する必要があります。乳管樹がどれほど広範囲に感染するかを説明するには、GFPなどの画像化可能な遺伝子を運ぶ大量のウイルスを使用する必要があります。一方、自然な自発的?…

Discussion

本稿では、マウス乳腺上皮細胞に遺伝子を導入するためのウイルス管内注射技術を示し、散発性乳癌をモデル化する。通常、少なくとも5週以上のマウスは、乳腺が発達した後に発癌過程が始まるように注射される。その上、5週齢未満のマウスの乳頭開口部は、注射するには小さすぎることがよくあります。一方、非常に古いマウスの乳首は時々退化しており、切断では管開口部が明らかに?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この原稿に対する有益なコメントをくださったゲイリー・チャムネス博士に感謝します。この研究は、国防総省(DOD)のCDMRP BC191649(YL)およびBC191646(YL)、ならびに国立衛生研究所(NIH)CA271498(YL)の支援を受けました。著者らは、SPORE P50CA186784がサポートするブレストセンター病理学コア施設、およびジョエルM.セダーストロムの支援を受けてCPRIT-RP180672、NIH CA125123、およびRR024574によってサポートされているサイトメトリーおよびセルソーティングコアに感謝したいと思います。

Materials

Anti-HA antibody Covance MMS-101P Dilution: 1 : 1000
Artificial Tears Covetrus NDC 11695-0832-1
Bromophenol blue Sigma B5525 microwave radiation for 45 seconds at power high of 1250W microwave oven
FACSCantoII BD Biosciences V96100899
Fluorescent stereomicroscope Leica MZ16 FA
FUCGW lenti-virus Self-made N/A See reference # 12
FVB/N The Jackson Laboratory JAX:001800
Hamilton needle Hamilton 91033 autoclaved
Hamilton syringe Hamilton 201000 autoclaved
LED magnifying lamp Intertek 3165273
Micro dissection spring scissor Roboz RS-5621 autoclaved
MMTV-tva Self-made See reference # 10
RCAS-Neu (HA) Self-made N/A See reference # 10
Rodent Comboanesthetic III Veterinary Pharmacy Veterinary prescription 37.6 mg/mL ketamine, 1.92 mg/mL xylazine, and 0.38 mg/mL acepromazine

References

  1. Nguyen, D. -. A., Beeman, N., Lewis, M., Schaack, J., Neville, M. C., Ip, M. M., Asch, B. B. . Methods in Mammary Gland Biology and Breast Cancer Research. Eds Margot. , 259-270 (2000).
  2. Gordon, J. W., Ruddle, F. H. Integration and stable germ line transmission of genes injected into mouse pronuclei. Science. 214 (4526), 1244-1246 (1981).
  3. Costantini, F., Lacy, E. Introduction of a rabbit beta-globin gene into the mouse germ line. Nature. 294 (5836), 92-94 (1981).
  4. Brinster, R. L., et al. Somatic expression of herpes thymidine kinase in mice following injection of a fusion gene into eggs. Cell. 27 (1), 223-231 (1981).
  5. Du, Z., Li, Y. RCAS-TVA in the mammary gland: an in vivo oncogene screen and a high fidelity model for breast transformation. Cell Cycle. 6 (7), 823-826 (2007).
  6. Bu, W., et al. Mammary precancerous stem and non-stem cells evolve into cancers of distinct subtypes. Recherche en cancérologie. 79 (1), 61-71 (2019).
  7. Bu, W., et al. Keratin 6a marks mammary bipotential progenitor cells that can give rise to a unique tumor model resembling human normal-like breast cancer. Oncogene. 30 (43), 4399-4409 (2011).
  8. Haricharan, S., et al. Contribution of an alveolar cell of origin to the high-grade malignant phenotype of pregnancy-associated breast cancer. Oncogene. 33 (50), 5729-5739 (2014).
  9. Bu, W., Zhang, X., Dai, H., Huang, S., Li, Y. Mammary cells with active Wnt signaling resist ErbB2-induced tumorigenesis. PLoS One. 8 (11), 78720 (2013).
  10. Du, Z., et al. Introduction of oncogenes into mammary glands in vivo with an avian retroviral vector initiates and promotes carcinogenesis in mouse models. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (46), 17396-17401 (2006).
  11. Siwko, S. K., et al. Lentivirus-mediated oncogene introduction into mammary cells in vivo induces tumors. Neoplasia. 10 (7), 653-662 (2008).
  12. Bu, W., Xin, L., Toneff, M., Li, L., Li, Y. Lentivirus vectors for stably introducing genes into mammary epithelial cells in vivo. Journal of Mammary Gland Biology and Neoplasia. 14 (4), 401-404 (2009).
  13. Russell, T. D., et al. Transduction of the mammary epithelium with adenovirus vectors in vivo. Journal of Virology. 77 (10), 5801-5809 (2003).
  14. Wagner, S., Thresher, R., Bland, R., Laible, G. Adeno-associated-virus-mediated transduction of the mammary gland enables sustained production of recombinant proteins in milk. Scientific Reports. 5, 15115 (2015).
  15. Naldini, L., et al. In vivo gene delivery and stable transduction of nondividing cells by a lentiviral vector. Science. 272 (5259), 263-267 (1996).
  16. Coffin, J. M., Hughes, S. H., Varmus, H. E. . Retroviruses. , (1997).
  17. Mitani, K., Kubo, S. Adenovirus as an integrating vector. Current Gene Therapy. 2 (2), 135-144 (2002).
  18. McCarty, D. M., Young, S. M., Samulski, R. J. Integration of adeno-associated virus (AAV) and recombinant AAV vectors. Annual Review of Genetics. 38, 819-845 (2004).
  19. Bu, W., Li, Y. Intraductal injection of lentivirus vectors for stably introducing genes into rat mammary epithelial cells in vivo. Journal of Mammary Gland Biology and Neoplasia. 25 (4), 389-396 (2020).
  20. Dong, J., et al. Genetic manipulation of individual somatic mammary cells in vivo reveals a master role of STAT5a in inducing alveolar fate commitment and lactogenesis even in the absence of ovarian hormones. Biologie du développement. 346 (2), 196-203 (2010).
  21. Haricharan, S., et al. Mechanism and preclinical prevention of increased breast cancer risk caused by pregnancy. eLife. 2, 00996 (2013).
  22. Reddy, J. P., et al. Defining the ATM-mediated barrier to tumorigenesis in somatic mammary cells following ErbB2 activation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (8), 3728-3733 (2010).
  23. Dong, J., et al. The PR status of the originating cell of ER/PR-negative mouse mammary tumors. Oncogene. 35 (31), 4149-4154 (2016).
  24. Young, A., et al. Targeting the pro-survival protein BCL-2 to prevent breast cancer. Cancer Prevention Research. 15 (1), 3-10 (2022).
  25. Schlimgen, R., et al. Risks associated with lentiviral vector exposures and prevention strategies. Journal of Occupational and Environmental Medicine. 58 (12), 1159-1166 (2016).
  26. Holloway, K. R., et al. Krt6a-positive mammary epithelial progenitors are not at increased vulnerability to tumorigenesis initiated by ErbB2. PLoS One. 10 (1), 0117239 (2015).
  27. Holloway, K. R., et al. Targeting oncogenes into a defined subset of mammary cells demonstrates that the initiating oncogenic mutation defines the resulting tumor phenotype. International Journal of Biological Sciences. 12 (4), 381-388 (2016).
  28. Hein, S. M., et al. Luminal epithelial cells within the mammary gland can produce basal cells upon oncogenic stress. Oncogene. 35 (11), 1461-1467 (2015).
  29. Annunziato, S., et al. In situ CRISPR-Cas9 base editing for the development of genetically engineered mouse models of breast cancer. EMBO Journal. 39 (5), 102169 (2020).
  30. Annunziato, S., et al. Modeling invasive lobular breast carcinoma by CRISPR/Cas9-mediated somatic genome editing of the mammary gland. Genes & Development. 30 (12), 1470-1480 (2016).
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Citer Cet Article
Bu, W., Li, Y. In Vivo Gene Delivery into Mouse Mammary Epithelial Cells Through Mammary Intraductal Injection. J. Vis. Exp. (192), e64718, doi:10.3791/64718 (2023).

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