Summary
En metode til udvinding af cofaktor F420 fra rene kulturer blev optimeret til flydende kromatografisk adskillelse og analyse af F420 halelængde i ren kultur og miljøprøver.
Abstract
Cofaktoren F420 spiller en central rolle som hydridbærer i den primære og sekundære metabolisme hos mange bakterielle og arkæiske taxa. Cofaktoren er bedst kendt for sin rolle i methanogenese, hvor det letter termodynamisk vanskelige reaktioner. Da polyglutamat halen varierer i længde mellem forskellige organismer, kan længdeprofilanalyser være et kraftfuldt værktøj til at skelne og karakterisere forskellige grupper og veje i forskellige levesteder. Her beskriver protokollen udvindingen og optimeringen af cofaktor F420-påvisning ved at anvende fastfaseudvinding kombineret med højtydende flydende kromatografianalyse uafhængigt af kulturelle eller molekylære biologiske tilgange. Metoden blev anvendt til at få yderligere oplysninger om cofaktor F420's udtryk fra mikrobielle samfund i jord, anaerobe slam og rene kulturer og blev evalueret ved spiking eksperimenter. Dermed lykkedes det undersøgelsen at generere forskellige F420 halelængdeprofiler for hydrogenotrofisk og acetoclastic methanogener i kontrollerede methanogenic rene kulturer samt fra miljøprøver som anaerobe rådnetankslam og jord.
Introduction
F420 er en udbredt, men ofte forsømt cofaktor, der fungerer som en obligatorisk to-elektronhydridbærer i primære og sekundære metaboliske processer i både Archaea og Bacteria1,2. F420 er en 5-deazaflavin og strukturelt ligner flavins, hvorved dens kemiske og biologiske egenskaber er mere sammenlignelige med nad + eller NADP +. På grund af substitution af kvælstof med kulstof ved position 5 i isoalloxazinringen er det et stærkt reduktant, hvilket udviser et lavt standard redox-potentiale på -340 mV1,3. F420 består af en 5-deazaflavin ring og en 2-fosfo-L-laktat linker (F420-0). En oligoglutamat hale, der indeholder n+1 glutamatmonomerer, kan fastgøres til molekylet (F420-n+1)4.
I lang tid har cofaktoren F420 udelukkende været forbundet med Archaea og Actinobacteria. Dette er stort set blevet væltet. Nylige analyser viste, at F420 er fordelt på forskellige anerobe og aerobe organismer i phyla Proteobacteria, Chloroflexi, og potentielt Firmicutes beboer et utal af levesteder som jord, søer, og den menneskelige tarm1,5. I 2019 viste Braga et al.6, at proteobacterium Paraburkholderia rhizoxinica producerer et unikt F420-derivat, der indeholder en 3-fosphoglycerate i stedet for en 2-fosfolactathale, som kan være udbredt i forskellige levesteder. Inden for domænet Archaea, F420 er blevet fundet i flere slægter, herunder methanogenic7, methanotrofisk8,9, og sulfat-reducerende ordrer10, og formodes at være produceret i Thaumarchaeota11. F420 er bedst kendt som et essentielt redox coenzym i hydrogenotrofisk og methylotrofisk methanogenese. Den reducerede form af F420 (F420H2) fungerer som elektrondonor til reduktion af methylentetrahydromethanopterin (methylen-H4MPT, Mer) og methenyl-H4MPT12,13. Det kan også bruges som en elektronbærer i H2-uafhængige elektrontransportveje af methanogener, der indeholder cytochromes12,14. Desuden har den oxiderede form af F420 en karakteristisk blågrøn fluorescens ved excitation ved 420 nm, hvilket letter påvisning af methanogener mikroskopisk (figur 1). På grund af det lave redoxpotentiale letter F420 (i) den udefrakommende reduktion af et bredt spektrum af ellers genstridige eller giftige organiske forbindelser, ii) syntese af tetracyklin- og lincosamid antibiotika eller phytotoktoksin i streptomycetes (phylum Actinobacteria) og (iii) resistens over for oxidativ eller nitrosativ stress eller andre ugunstige tilstande i mycobacteria (phylum Actinobacteria)1,5,15 16,17,18,19,20,21,22. Derfor er F420-afhængige oxidoreductaser lovende biokatalysatorer til industrielle og farmaceutiske formål samt til biorensning af forurenede miljøer1,23. På trods af disse nylige resultater er de nøjagtige roller for cofaktoren F420 stadig marginalt kendt i Actinobacteria eller anden bakteriel phyla.
Der er mindst tre veje til F420 biosyntese2,6,24. I begyndelsen er biosyntesevejen opdelt i en 5-deazaflavin biosyntese og en 2-fosfolactat metabolismegren. Den reaktive del af F420-molekylet syntetiseres via FO-synthase ved hjælp af substraterne tyrosin og 5-amino-6-ribitylamino-2,4(1H, 3H)-pyrimidinedion. Resultatet er riboflavin niveau chromophore FO. Inden for den aktuelt accepterede laktatmetabolismegren fosforyleres L-laktat til 2-fosfo-L-laktat af en L-laktatkinase (CofB); 2-fosfo-L-laktat, igen, er guanyleret til L-lactyl-2-diphospho-5'-guanosin ved 2-fosfo-L-laktat guanylyltransferase (CofC). I næste trin er L-lactyl-2-diphospho-5'-guanosin forbundet med FO ved en 2-fosfo-L-laktatoverførselase (CofD) til F420-02. Endelig enzymet F420-0:ɣ-glutamyl ligase (CofE) ligates glutamat monomers til F420-0, danner den endelige cofaktor6 i varierende antal23,25. Forskellige organismer viser forskellige mønstre i antallet af tilknyttede glutamatrester, med kortere haler fundet for methanogener end i mycobacteria2,25,26. Generelt viser methanogener halelængder fra to til tre, med op til fem i acetoclastic methanogen, Methanosarcina sp., mens halelængder fundet i Mycobacterium sp. varierede fra fem til syv glutamatrester2,25,26,27. De seneste resultater viste imidlertid, at F420 med lang kæde binder sig til F420-afhængige oxidoreductaser med en højere affinitet end kortkædet F420; Desuden øger bundne langkædede F420 substrataffiniteten, men reducerer omsætningen af de respektive enzymer23.
Påvisning af cofaktor F420 er ofte baseret på dens fluorescens. Derved blev dens oligo glutamat derivater adskilt ved hjælp af omvendt fase (RP)-HPLC27,28. For nylig brugte Ney et al. tetrabutylammoniumhydroxid som et ionparringsreagens til den negativt ladede glutamathale for at forbedre adskillelsen på RP-HLPC med succes5. Her præsenterer vi en metode til fremstilling af prøver, efterfølgende lysis, udvinding, rensning, adskillelse og kvantificering af cofaktor F420 ikke kun fra rene kulturer, men også fra forskellige miljøprøver (dvs. jord og rådnende slam).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
BEMÆRK: Udvinding og analyse af cofaktor F420 er en tretrinsproces, herunder prøve lysis, cofaktorforrensning via solid-fase ekstraktion (SPE) og cofaktordetektering via ion-parret-RP-HPLC (IP-RP-HPLC) med fluorescensdetektering. Inden du begynder, skal materialerne og reagenserne klargøres som angivet i tabel 1.
1. Prøve lysis
- Der tilsættes op til 5 g prøve til passende rør (f.eks. 50 mL koniske rør).
- 5 gtL af lysisbufferen (2x lageropløsning, tabel 1) til prøverne.
- Der tilføres et endeligt volumen på 10 mL med destilleret vand for at nå en endelig koncentration på 0,5 gL-1.
- Hvirvler de fortyndede prøver i 20 s.
- Autoklave i 30 min ved 121 °C.
- For tørre prøver som skovjord, bringe til et sidste volumen på 20 mL med destilleret vand efter autoklavering og vortex den fortyndede prøve.
FORSIGTIG: Temperaturstigning under autoklavering kan få rør til at briste.
2. Forrensning af cofaktoren F 420 via udvinding af fast fase (SPE)
BEMÆRK: Alle trin i SPE udføres ved stuetemperatur
- Køl prøverne ned til stuetemperatur.
- Centrifuge de autoklavede prøver i 5 min ved 11.000 x g.
- Forbered 5 mL SPE kolonner fyldt med 100 mg svag anion blandet tilstand polymer sorbent.
- Konditionering af anionveksleren med 3 mL methanol (betingelsesopløsning, tabel 1).
- Ekvilibrere anionsveksleren med 3 mL destilleret vand (ekvilibreringsopløsning, tabel 1).
- Læg op til 9,0 mL af supernatanten fra det centrifugerede lysat på SPE-kolonnen.
- Urenheder må vaskes med 5 ml 25 mM ammoniumacetat (SPE vaskeopløsning 1, tabel 1).
- Vask urenheder væk med 5 mL methanol (SPE vaskeopløsning 2, tabel 1).
- Eluter cofaktoren F420 i 1,0 mL elutionsbuffer (tabel 1).
BEMÆRK: Forbered ny elutionsbuffer. På grund af det anvendte vakuum og elutionbufferens høje damptryk kan elutionsvolumenerne variere fra prøve til prøve. For at sikre det samme endelige volumen i alle prøverne anbefales det at veje opsamlingsbeholderne før og efter fortynding og beregne det effektive udløsningsvolumen. Afvej forskellene ved tilsætning af elutionbuffer.
3. Påvisning af cofaktoren F420
- Sæt ovnen til 40 °C og fluorescensdetektor til 420 nm udryddelsesbølgelængde og 470 nm emissionsbølgelængde. Opnå adskillelse via gradienttilstand ved hjælp af mobilfaseR A og B (tabel 1): 0-3 min: 26% B; 3-24 min: 26%-50% B; 24-25 min: 50% B; 25-27 min: 50%-26% B; 27-35 min: 26% B ved en strømningshastighed på 0,75 mL·min-1.
BEMÆRK: Garanti for ækvilibrering af kolonneforhold før injektion af prøver ved at skylle kolonnen mindst med 3 kolonnevolumener på 74% mobil fase A og 26% mobil fase B (tabel 1).- De eluterede prøver filtreres fra SPE i HPLC-hætteglas med et PTFE-filter med en porestørrelse på 0,22 μm.
BEMÆRK: PTFE-filtre med en porestørrelse på 0,22 μm anbefales. - 50 μL af den eluterede prøve på HPLC-systemet for at analysere cofaktoren F420-sammensætning og koncentration.
BEMÆRK: Da der ikke anvendes nogen kvantitativ standard i denne protokol, skal prøver og varianter sammenlignes med spidsbelastningsområde.
- De eluterede prøver filtreres fra SPE i HPLC-hætteglas med et PTFE-filter med en porestørrelse på 0,22 μm.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Rene kulturer af Methanosarcina thermophila og Methanoculleus thermophilus, begge termofile methanogenic Archaea, blev dyrket i egnede medier som beskrevet tidligere29,30. For Methanosarcina thermophila blev methanol brugt som energikilde, mens Methanoculleus thermophilus blev dyrket på H2/CO2. Væksten blev kontrolleret ved mikroskopisk evaluering, mens aktiviteten blev undersøgt ved måling af metan (CH4) ved gaskromatografi som beskrevet tidligere31. Rene kulturer blev brugt til udvinding af cofaktor F420 i henhold til den præsenterede protokol. Derudover blev der i efteråret 2020 udtaget miljøprøver, herunder prøver fra et mesofilt biogasreaktorslam (renseanlæg, Zirl, Østrig) for nærmere oplysninger om slamparametre, en landbrugsindført eng (Innsbruck, Østrig) og skovjord (Lans, Østrig) til udvinding og analyse af cofaktor F420.
Væksten af rene kulturer er blevet verificeret ved mikroskopi (figur 1), med den producerede CH4 analyseret via gaskromatografi i løbet af 14 dages inkubation (data ikke vist). Effektiviteten af cofaktor F420 ekstraktion fra rene kulturer blev testet ved at anvende forskellige opløsningsstrategier: beat-beating ved hjælp af 0,5-1,0 mm keramiske beats, ultralydsbehandling og tryktemperaturopløsning ved hjælp af 121 ° C og 1,2 bartryk (autoklavering). Maksimal ekstraktionseffektivitet blev tydelig ved hjælp af tryktemperaturbehandling, der anvendte en buffer som beskrevet i protokolafsnittet, og blev derfor yderligere anvendt til alle efterfølgende forsøg (figur 2). Ekstraktionseffektivitetstest blev udført via standardtilsætning af forskellige mængder af en velvoksende Methanoculleus thermophilus-kultur . Desuden var sammenligningen af forskellige prøver og varianter baseret på spidsareal fra kromatrammer.
Efterfølgende blev celleekstrakter underkastet en SPE-procedure (solid phase extraction). Til dette formål blev forskellige ionvekslere testet. Det viste sig, at en svag anion blandet tilstand polymer sorbent gav den højeste mængde cofaktor F420 efter elution. Derudover blev forskellige elutionsbuffere og vaskeopløsninger testet og viste de bedste resultater for 25 mM ammoniumacetat som vaskebuffer og en blanding af NH3 i methanol som en elutionsbuffer. Methanol fra fortyndingstrinnet kan udskiftes efter fortynding med vand via en vakuumtemperaturbehandling.
HPLC-analyse af cofaktor F420 blev testet med forskellige C18-kolonner med de bedste resultater for systemkonfigurationen opnået under den præsenterede undersøgelse med en NX C18-kolonne. En standard, der indeholder en kendt fordeling af F420 derivater med varierende glutamat hale længde blev brugt til referenceformål. Denne standard blev venligt leveret af prof. Colin Jackson fra Australian National University. Analyse af glutamat hale længde afslørede forskelle i den samlede koncentration af cofaktor F420 og fordelingen af F420 hale længde af methanogenic rene kulturer og miljøprøver (Figur 3).
| Buffer | Sammensætning |
| Lysis buffer (2x lagerløsning) | 200 mM kaliumdihydrogen fosfat (KH2PO4) 50 mM ethylendiamintetraacetic syre (EDTA) 1% (w/v) polysorbat 80 (Mellem 80) justeret til pH 7.0 med 5 M natriumhydroxidopløsning |
| SPE-konditioneringsløsning | Methanol (HPLC-kvalitet) |
| SPE-ekvilibreringsløsning | Destilleret vand 0,2 μm filtreret |
| SPE vaskeopløsning 1 | 25 mM ammoniumacetat |
| SPE vaskeopløsning 2 | Methanol (HPLC-kvalitet) |
| SPE elution buffer | 2% (v/v) ammoniak i methanol ved fortynding af 20%-25% vandig ammoniakopløsning i methanol |
| HPLC-mobilfase A | 10 mM tetrabutylammoniumhydroxid (TBAH) 20 mM di-ammonium hydrogenphosphat ((NH4)2HPO4) justeret til pH 7,0 med 85% fosforsyre |
| HPLC-mobilfase B | Acetonitril (HPLC-kvalitet) |
Tabel 1: Buffer- og mobilfasesammensætning til SPE-analyse (solid phase extraction) og HPLC.
Figur 1: Fluorescerende methanogenic ren kultur. Visualisering af Methanosarcina thermophila via (A) fase-kontrast mikroskopi og via (B) fluorescensmikroskopi, når cofaktor F420 er begejstret med UV-lys (excitation ved 395-440 nm og emission ved 475-495 nm). Skalalinje: 10 μm. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: Standardtilføjelse. Peak område af genvundet cofactor F420 efter SPE fra 1,0 g matrix spiked med forskellige mængder af M. thermophilus kulturer. Matrix blev ændret med 0 μL, 250 μL, 500 μL, 750 μL og 1000 μL kultur og udsat for forskellige opløsningsstrategier: beat-beating, ultralydsbehandling og tryktemperaturopløsning (autoklavering). Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: Glutamat hale længde fordeling. Cofaktor F420 hale længde fordeling af rene kulturer og miljøprøver. Fra top til bund: landbrugsmæssig anvendt eng (jord), skov (jord), mesofil biogasreaktor, ren kultur af M. termofilos og ren kultur af M. termofilla. Relativ absorbans blev beregnet ved normalisering på den højeste top i det viste kromatogram. Klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Til evaluering af cofaktor F420 fra methanogenic rene kulturer kan der udføres en mikroskopisk evaluering for at visualisere væksten og aktiviteten (fluorescensmikroskopi) af de involverede mikroorganismer (figur 1). For prøver, der stammer fra naturlige miljøer, er brugen af mikroskopi til at detektere eller kvantificere F420 begrænset på grund af interferens med andre fluorescerende mikroorganismer, organiske og uorganiske partikler. I denne forbindelse kan ekstraktion af F420 og efterfølgende fluorometrisk analyse ved hjælp af HPLC, som tidligere beskrevet5, ikke blot give oplysninger om den samlede koncentration af cofaktor F420 , men også om polygutamat halelængdefordeling.
Ved udvinding af cofaktor F420 viste det sig, at en tryktemperaturbehandling var yderst effektiv (figur 2) og er i overensstemmelse med de tidligere resultater5,27,33. Ved hjælp af denne metode og anvendelse af et fosfatbufferlyissystem, herunder EDTA og polysorbat, blev de højeste koncentrationer af cofaktor F420 fremstillet af methanogenic rene kulturer, der indeholder høje koncentrationer af faktoren. Desuden (og i sammenligning med de andre testede celleforstyrrelsesmetoder) er tryktemperaturbehandlingen let anvendelig og materialebesparende.
SPE blev udført for at muliggøre en downstream HPLC-analyse med henblik på bestemmelse af cofaktor F420 polyglutamat halelængdefordeling i en prøve. Blandt forskellige ionvekslere viste en svag anion blandet tilstand polymer sorbent den bedste ydeevne og giver mulighed for effektiv binding af cofaktoren F420 til matrixen til vaskeformål samt den efterfølgende fjernelse fra ekstraktionsmatrixen efter vask væk uønskede biprodukter. Til dette formål viste grundlæggende methanol sig bedst.
Via den præsenterede metode kunne forskellige rene kulturer og miljøprøver analyseres reproducerbart med hensyn til cofaktor F420 (figur 3). Selv prøver som jord eller slam, der indeholder en høj andel af uønskede biprodukter, kan analyseres ved den fremlagte procedure. Derfor blev downstream-analyse via HPLC med succes implementeret til analyse af den samlede koncentration af F420 og længdefordelingen af de polyglutamathaler af F420-derivater . Påvisning af høje niveauer af F420 i jord og andre prøver understøtter Ney et el.5, der foreslog, at cofaktoren er udbredt i aerobe jordbakterier baseret på genomisk og metagenomics analyse.
Sammenfattende er dette den første protokol, der sigter mod at udvinde og analysere cofaktor F420 ikke kun fra rene kulturer, men også fra miljøprøver som jord eller slam. Det mest kritiske trin i udvinding af F420 fra miljøprøver er den SPE, der er nødvendig for forrydning af lysater til efterfølgende HPLC-analyse. Den præsenterede protokol vil være nyttig for fremtidige projekter til at afsløre den rolle, F420 i forskellige miljøer og bioprocesser.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Vi takker taknemmeligt prof. Colin Jackson for støtten med renset cofaktor F420. Denne forskning blev støttet af Tyrols videnskabsfond (TWF) og Universität Innsbruck (Publikationsfonds). Vi anerkender i høj grad støtten fra GPS, HK, SB, GG og HB.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Autoclave | |||
| Biocompatible HPLC system equipped with gradient modul, oven and fluorescence detector | Shimadzu | HPLC system | |
| Centrifuge and rotor for 50 mL “Falcon” tubes (11.000 rcf) and appropriate tubes | |||
| HPLC Column: Gemini NX C18, 5 μm, 150 x 3 mm | Phenomenex | HPLC column | |
| PTFE filter (pore size 0.22 µm) to remove particulate matter prior HPLC analysis | |||
| Resin for SPE: Strata-X-AW 33 μm as weak anion mixed-mode polymeric sorbent | Phenomenex | weak anion mixed-mode polymeric sorbent | |
| Vacuum manifold for SPE and appropriate collection tubes | SPE equipment | ||
| Vortex mixer |
References
- Greening, C., et al. Physiology, biochemistry, and applications of F420- and Fo-dependent redox reactions. Microbiology and Molecular Biology Reviews: MMBR. 80 (2), 451-493 (2016).
- Bashiri, G., et al. A revised biosynthetic pathway for the cofactor F420 in prokaryotes. Nature Communications. 10 (1), 451 (2019).
- Grinter, R., Greening, C. Cofactor F420: an expanded view of its distribution, biosynthesis, and roles in bacteria and archaea. FEMS Microbiology Reviews. , (2021).
- Eirich, L. D., Vogels, G. D., Wolfe, R. S. Proposed structure for coenzyme F 420 from methanobacterium. Biochemistry. 17 (22), 4583-4593 (1978).
- Ney, B., et al. The methanogenic redox cofactor F420 is widely synthesized by aerobic soil bacteria. The ISME Journal. 11 (1), 125-137 (2017).
- Braga, D., et al. Metabolic pathway rerouting in Paraburkholderia rhizoxinica evolved long-overlooked derivatives of coenzyme F420. ACS Chemical Biology. 14 (9), 2088-2094 (2019).
- Eirich, L. D., Vogels, G. D., Wolfe, R. S. Distribution of coenzyme F420 and properties of its hydrolytic fragments. Journal of Bacteriology. 140 (1), 20-27 (1979).
- Michaelis, W., et al. Microbial reefs in the Black Sea fueled by anaerobic oxidation of methane. Science. 297 (5583), 1013-1015 (2002).
- Knittel, K., Lösekann, T., Boetius, A., Kort, R., Amann, R. Diversity and distribution of methanotrophic archaea at cold seeps. Applied and Environmental Microbiology. 71 (1), 467-479 (2005).
- Lin, X. -L., White, R. H. Occurrence of Coenzyme F420 and Its y-Monoglutamyl derivative in nonmethanogenic archaebacteria. Journal of Bacteriology. 168 (1), 444-448 (1986).
- Spang, A., et al. The genome of the ammonia-oxidizing Candidatus Nitrososphaera gargensis: insights into metabolic versatility and environmental adaptations. Environmental Microbiology. 14 (12), 3122-3145 (2012).
- Mand, T. D., Metcalf, W. W. Energy conservation and hydrogenase function in methanogenic archaea, in particular the genus Methanosarcina. Microbiology and Molecular Biology Reviews: MMBR. 83 (4), (2019).
- Lupa, B., Hendrickson, E. L., Leigh, J. A., Whitman, W. B. Formate-dependent H2 production by the mesophilic methanogen Methanococcus maripaludis. Applied and Environmental Microbiology. 74 (21), 6584-6590 (2008).
- Kulkarni, G., Mand, T. D., Metcalf, W. W. Energy conservation via hydrogen cycling in the methanogenic archaeon Methanosarcina barkeri. mBio. 9 (4), (2018).
- Purwantini, E., Gillis, T. P., Daniels, L. Presence of F420-dependent glucose-6-phosphate dehydrogenase in Mycobacterium and Nocardia species, but absence from Streptomyces and Corynebacterium species and methanogenic Archaea. FEMS Microbiology Letters. 146 (1), 129-134 (1997).
- Purwantini, E., Daniels, L. Purification of a novel coenzyme F420-dependent glucose-6-phosphate dehydrogenase from Mycobacterium smegmatis. Journal of Bacteriology. 178 (10), 2861-2866 (1996).
- McCormick, J. R. D., Morton, G. O. Identity of cosynthetic factor I of Streptomyces aureofaciens and fragment FO from coenzyme F420 of Methanobacterium species. Journal of the American Chemical Society. 104 (14), 4014-4015 (1982).
- Coats, J. H., Li, G. P., Kuo, M. -S. T., Yurek, D. A. Discovery, production, and biological assay of an unusual flavenoid cofactor involved in lincomycin biosynthesis. The Journal of Antibiotics. 42 (3), 472-474 (1989).
- Bown, L., Altowairish, M. S., Fyans, J. K., Bignell, D. R. D. Production of the Streptomyces scabies coronafacoyl phytotoxins involves a novel biosynthetic pathway with an F420 -dependent oxidoreductase and a short-chain dehydrogenase/reductase. Molecular Microbiology. 101 (1), 122-135 (2016).
- Gurumurthy, M., et al. A novel F(420) -dependent anti-oxidant mechanism protects Mycobacterium tuberculosis against oxidative stress and bactericidal agents. Molecular microbiology. 87 (4), 744-755 (2013).
- Greening, C., et al. Mycobacterial F420H2-dependent reductases promiscuously reduce diverse compounds through a common mechanism. Frontiers in Microbiology. 8, 1000 (2017).
- Mathew, S., Trajkovic, M., Kumar, H., Nguyen, Q. -T., Fraaije, M. W. Enantio- and regioselective ene-reductions using F420H2-dependent enzymes. Chemical Communications. 54 (79), Cambridge, England. 11208-11211 (2018).
- Ney, B., et al. Cofactor tail length modulates catalysis of bacterial F420-dependent oxidoreductases. Frontiers in Microbiology. 8, 1902 (2017).
- Grinter, R., et al. Cellular and structural basis of synthesis of the unique intermediate dehydro-F420-0 in mycobacteria. mSystems. 5 (3), (2020).
- Peck, M. W. Changes in concentrations of coenzyme F420 analogs during batch growth of Methanosarcina barkeri and Methanosarcina mazei. Applied and Environmental Microbiology. 55 (4), (1989).
- Gorris, L. G., vander Drift, C. Cofactor contents of methanogenic bacteria reviewed. BioFactors. 4 (3-4), Oxford, England. 139-145 (1994).
- Bair, T. B., Isabelle, D. W., Daniels, L. Structures of coenzyme F(420) in Mycobacterium species. Archives of Microbiology. 176 (1-2), 37-43 (2001).
- Portillo, M. C., Gonzalez, J. M. Moonmilk deposits originate from specific bacterial communities in Altamira Cave (Spain). Microbial Ecology. 61, (2011).
- Wagner, A. O., et al. Medium preparation for the cultivation of microorganisms under strictly anaerobic/anoxic conditions. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e60155 (2019).
- Lackner, N., Hintersonnleitner, A., Wagner, A. O., Illmer, P. Hydrogenotrophic methanogenesis and autotrophic growth of Methanosarcina thermophila. Archaea. 2018 (5), 1-7 (2018).
- Wagner, A. O., Reitschuler, C., Illmer, P. Effect of different acetate: Propionate ratios on the methanogenic community during thermophilic anaerobic digestion in batch experiments. Biochemical Engineering Journal. 90, 154-161 (2014).
- Wagner, A. O., et al. Sample preparation, preservation, and storage for volatile fatty acid quantification in biogas plants. Engineering in Life Sciences. 17 (2), 132-139 (2017).
- Bashiri, G., Rehan, A. M., Greenwood, D. R., Dickson, J. M. J., Baker, E. N. Metabolic engineering of cofactor F420 production in Mycobacterium smegmatis. PloS one. 5 (12), 15803 (2010).
