Establecimiento del modelo de ratón TK-NOG humanizado dual para la patogénesis hepática asociada al VIH
Summary
Este protocolo proporciona un método confiable para establecer ratones humanizados con el sistema inmunitario humano y las células hepáticas. Los ratones inmunodeficientes duales reconstituidos logrados mediante inyección intraesplénica de hepatocitos humanos y células madre CD34+ hematopoyéticas son susceptibles a la infección por el virus de inmunodeficiencia humana-1 y al daño hepático recapitulado observado en Pacientes infectados por el VIH.
Abstract
A pesar del aumento de la esperanza de vida de los pacientes infectados con el virus de la inmunodeficiencia humana-1 (VIH-1), la enfermedad hepática ha surgido como una causa común de su morbilidad. La inmunopatología hepática causada por el VIH-1 sigue siendo esquiva. Los modelos animales de xenoinjerto pequeños con hepatocitos humanos y el sistema inmunitario humano pueden recapitular la biología humana de la patogénesis de la enfermedad. En este documento, se describe un protocolo para establecer un modelo de ratón humanizado dual a través de hepatocitos humanos y CD34+ trasplante de células madre/progenitoras hematopoyéticas (HSPC), para estudiar la inmunopatología hepática observada en pacientes infectados por el VIH. Para lograr la reconstitución dual, el TK-NOG masculino (NOD. Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Sug Tg(Alb-TK)7-2/ShiJic) ratones se inyectan intraperitonealmente con dosis de ganciclovir (GCV) para eliminar las células hepáticas transgénicas del ratón, y con treosulfán para el acondicionamiento no mieloablativo, los cuales facilitar el injerto de hepatocitos humanos (HEP) y el desarrollo del sistema inmunológico humano (HIS). Los niveles de albúmina humana (ALB) se evalúan para el injerto hepático, y la presencia de células inmunitarias humanas en la sangre detectadas por citometría de flujo confirma el establecimiento del sistema inmunitario humano. El modelo desarrollado utilizando el protocolo descrito aquí se asemeja a múltiples componentes de daño hepático por infección por VIH-1. Su establecimiento podría resultar esencial para los estudios de la coinfección por el virus de la hepatitis y para la evaluación de medicamentos antivirales y antirretrovirales.
Introduction
Desde el advenimiento de la terapia antirretroviral, se ha producido una disminución sustancial de las muertes relacionadas con la monoinfección del VIH-1. Sin embargo, la enfermedad hepática ha surgido como una causa común de morbilidad en pacientes infectados por el VIH1,2. Las coinfecciones de virus de la hepatitis con infección por VIH-1 son más frecuentes, y representan entre el 10% y el 30% de las personas infectadas por el VIH en los Estados Unidos3,4,5.
La especificidad del huésped de los virus del VIH-1 y la hepatitis limita la utilidad de los modelos de animales pequeños para estudiar enfermedades infecciosas específicas del ser humano o para investigar múltiples aspectos de la patogénesis hepática asociada al VIH-1. Los ratones inmunodeficientes que permiten el injerto de células y/o tejidos humanos (llamados modelos de ratón humanizados) son modelos animales aceptables para estudios preclínicos6,7,8. Desde la introducción de ratones humanizados a principios de la década de 2000, múltiples estudios preclínicos de toxicidad hepática humana colestásica, patógenos específicos del ser humano, incluidos el VIH-1 y trastornos neurocognitivos asociados al VIH, el virus de Epstein Barr, hepatitis y otros enfermedades infecciosas, se han investigado en estos ratones6,9,10,11. Múltiples modelos de ratón para CD34+ HSCCP y/o trasplante de hepatocitos humanos han sido desarrollados durante mucho tiempo y han mejorado con el tiempo para estudiar la enfermedad patogénesis del virus de la hepatitis B (VHB) enfermedad hepática asociada12, 13 , 14. Varios modelos para el trasplante de HSPC y hepatocitos humanos (HEP) se basan en cepas, conocidas como NOG (NOD. Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Sug/JicTac)8,13, NSG (NOD. Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ)15, Balb/C-Rag2-/- c-/- (Rag2tm1.1Flv Il2rgtm1.1Flv/J)12, y fah-/- NOD rag1-/- il2r-null ratón16. Sin embargo, cada modelo tiene sus propias ventajas y limitaciones; por ejemplo, el fondo atravesado de dos ratones humanizados AFC8 para HEPs y células madre humanas (HSC) en un fondo Balb/C-Rag2-/- -/- permite el injerto exitoso de células inmunitarias y HSC, pero existe la ausencia de un fondo de células T y B específicos para antígenos respuesta en este modelo12. Las principales preocupaciones en la reconstitución de ratones humanizados dobles incluyen el injerto subóptimo, la falta de modelos adecuados para apoyar diferentes tejidos, condiciones no coincidentes, rechazo inmune, o enfermedad de injertofrentea huésped (GVHD), y técnicos dificultades, como manipulaciones de riesgo con recién nacidos y altas tasas de mortalidad debido a anomalías metabólicas13.
Aunque ratones humanizados se han utilizado para la investigación del VIH durante muchos años17,18,19, el uso de ratones humanizados para estudiar el daño hepático causado por el VIH-1 ha sido limitado20. Hemos informado previamente del establecimiento de un modelo de ratón TK-NOG humanizado dual y su aplicación en la enfermedad hepática asociada al VIH8. Este modelo muestra el injerto robusto de hígado y células inmunitarias y recapitula la patogénesis por infección por VIH. Esta discusión presenta un protocolo detallado, incluyendo los pasos más críticos en el trasplante de hepatocitos humanos. También se presenta una descripción de los HSCCP necesarios para un injerto exitoso de HEPs y el establecimiento de un sistema inmunitario funcional en ratones TK-NOG. Se detalla el uso de estos ratones para estudiar la inmunogénesis hepática asociada al VIH. Se utilizan ratones macho TK-NOG que llevan un transgén transgén transgén de virus del herpes simple tipo 1 específico del hígado. Las células hepáticas de ratón que expresan este transgén pueden ser fácilmente abladas después de una breve exposición a una dosis no tóxica de GCV. Las células hepáticas humanas trasplantadas se mantienen establemente dentro del hígado del ratón sin fármacos exógenos21. Los ratones también están preacondicionados con dosis no mieloablativas de treosulfano para crear un nicho en la médula ósea del ratón para las células humanas8. Los ratones inmunodeficientes TK-NOG se inyectan por vía intrasíptica con HEPs y HSPC multipotentes. A continuación, los ratones son monitoreados regularmente para la reconstitución de sangre y hígado mediante inmunofenotipado en sangre y mediciones de los niveles séricos de albúmina humana, respectivamente. Los ratones con una reconstitución exitosa de más del 15% tanto para las células inmunitarias humanas como para los HEP se inyectan por vía intraperitoneal con VIH-1. El efecto del VIH en el hígado se puede evaluar tan pronto como 4 – 5 semanas después de la infección. Es fundamental tener en cuenta que, debido a que se utiliza el VIH-1, se deben tomar todas las precauciones necesarias mientras se maneja el virus y se inyecta en ratones.
Protocol
Representative Results
Discussion
El hígado está comprometido y dañado en pacientes infectados por el VIH24. Los modelos experimentales de animales pequeños para el estudio de las enfermedades hepáticas humanas en presencia del VIH-1 son extremadamente limitados, a pesar de la disponibilidad de algunos modelos animales cotrasplantes con CD34+ HSPC y hepatocitos7,12, 25. En experimentos in vitro, se ha demostrado que los h…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Este trabajo fue apoyado por la beca R24OD018546 del Instituto Nacional de Salud (a L.Y.P. y S.G.). Los autores quieren agradecer a Weizhe Li, Ph.D., por la ayuda en procedimientos quirúrgicos, Amanda Branch Woods, B.S., Yan Cheng para inmunohistología, miembros del centro de investigación de citometría de flujo de la UNMC Phillip Hexley, Ph.D., Victoria B. Smith, B.S., y Samantha Wall, B.S., miembros avanzados de las instalaciones centrales de microscopía Janice A. Taylor, B.S., y James R. Talaska, B.S., para el apoyo técnico. Los autores reconocen a los Doctores Mamoru Ito y Hiroshi Suemizu de CIEA por proporcionar ratones TK-NOG y al Dr. Joachim Baumgart por proporcionar treosulfán. Los autores agradecen al Dr. Adrian Koesters, de la UNMC, su contribución editorial al manuscrito.
Materials
| 27G1/2" needles | BD biosciences | 305109 | |
| 30G1/2" needles | BD biosciences | 305106 | |
| 5 mL polystyrene round-bottom tube 12 x 75 mm style | Corning | 352054 | |
| BD 1 mL Tuberculin Syringe Without Needle | BD biosciences | 309659 | |
| BD FACS array bioanalyzer | BD Biosciences | For purity check of eluted CD34+ cells | |
| BD FACS array software | BD Biosciences | Software to analysis acquired CD34+ cell on FACS array | |
| BD FACS lysing solution | BD Biosciences | 349202 | To lyse red blood cells |
| BD LSR II | BD Biosciences | Instrument for acquisiton of flow cytometry samples | |
| BD Vacutainer Plastic Blood Collection Tube | BD biosciences | BD 367874 | To collect Cord blood |
| Bovine Serum Albumin | Sigma-aldrich | A9576 | |
| Buprenorphine | Controlled substance and pain-killer | ||
| CD14-PE | BD Biosciences | 555398 | Specific to human |
| CD19-BV605 | BD Biosciences | 562653 | Specific to human |
| CD34 MicroBead Kit, human | Miltenyi Biotec | 130-046-702 | For isoation of CD34+ HSPC |
| CD34-PE, human | Miltenyi Biotec | 130-081-002 | Antibody used for purity check of eluted CD34+ cells |
| CD3-AF700 | BD Biosciences | 557943 | Specific to human |
| CD45-PerCPCy5.5 | BD Biosciences | 564105 | Specific to human |
| CD4-APC | BD Biosciences | 555349 | Specific to human |
| CD8-BV421 | BD Biosciences | 562428 | Specific to human |
| Cell counting slides | Bio-rad | 1450015 | |
| ChargeSwitch gDNA Mini Tissue Kit | Thermofisher scientific | CS11204 | for extraction of genomic DNA from ear piece |
| Cobas Amplicor system v1.5 | Roche Molecular Diagnostics | bioanalyzer to measure viral load | |
| Cotton-tipped applicators | McKesson | 24-106-2S | |
| Cytokeratin-18 (CK18) | DAKO | M7010 | Specific to human |
| DMSO (Dimethyl sulfoxide) | Sigma-aldrich | D2650-5X5ML | |
| Extension set Microbore Slide Clamp(s) Fixed Male Luer Lock. L: 60 in L: 152 cm PV: 0.55 mL Fluid Path Sterile | BD biosciences | 30914 | Attached to dispensing pippet and to load with HSPC and HEP suspesion |
| FACS Diva version 6 | BD Biosciences | flow cytometer software required for acqusition of sample | |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Gibco | 10438026 | |
| FLOWJO analysis software v10.2 |
FLOWJO, LLC | flow cytometry analysis software | |
| Ganciclovir | APP Pharmaceuticals, Inc. | 315110 | Prescripition drug |
| Greiner MiniCollect EDTA Tubes | Greiner bio-one | 450475 | |
| Hepatocytes thawing medium | Triangle Research Labs | MCHT50 | |
| Horizon Open Ligating Clip Appliers | Teleflex | 537061 | To hold the ligating clips |
| Hospira Sterile Water for Injection | ACE surgical supply co. Inc. | 001-1187 | For dilution of Buprenorphine (pain-killer) |
| Human Albumin ELISA Quantitation Set | Bethyl laboratories | E80-129 | For assesing human albumin levels in mouse serum |
| Human hepatocyte | Triangle Research Labs | HUCP1 | Cryopreserved human hepatocytes, induction qualified |
| Iris Scissors, Straight | Ted Pella, Inc. | 13295 | |
| Lancet | MEDIpoint | Goldenrod 5 mm | |
| LS columns | Miltenyi Biotec | 130-042-401 | Used to entrap CD34+ microbeads (positive selection) |
| Lymphocyte Separation Medium (LSM) | MP Biomedicals | 50494 | For isoation of lymphocytes from peripheral blood |
| MACS MultiStand | Miltenyi Biotec | 130-042-303 | holds Qudro MACS seperator and LS columns |
| McPherson-Vannas Micro Dissecting Spring Scissors | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5605 | Used to make an incision on skin to expose spleen |
| Micro Dissecting Forceps | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5157 | to hold and pull out spleen from peritoneal cavity |
| mouse CD45-FITC | BD Biosciences | 553080 | mouse-specific |
| PBS (Phosphate Buffered Saline) | Hyclone | SH30256.02 | |
| Qudro MACS separator | Miltenyi Biotec | 130-090-976 | holds four LS columns |
| RPMI 1640 medium | Gibco | 11875093 | |
| StepOne Plus Real Time PCR | Applied Biosystems | Instrument used to genotype | |
| Stepper Series Repetitive Dispensing Pipette 1ml | DYMAX CORP | T15469 | Used to dispense HSPC and HEP supension in controlled manner |
| Suturevet PGA synthetic absorbale suture | Henry Schein Animal Health | 41178 | Suturing of skin and peritoneum |
| TaqMan Gene Expression Master Mix | Thermofisher scientific | 4369016 | |
| TC20 automated cell counter | Bio-rad | 1450102 | |
| TK-NOG mice | Provided by the Central Institute for Experimental Animals (CIEA, Japan; Drs. Mamoru Ito and Hiroshi Suemizu) | ||
| Treosulfan | Medac GmbH | Provided by Dr. Joachim Baumgart (medac GmbH) | |
| Trypan Blue | Bio-rad | 1450022 | |
| Vannas-type Micro Scissors, Straight, 80mm L | Ted Pella, Inc. | 1346 | Used to make an incision on skin to expose spleen |
| Weck hemoclip traditional titanium ligating clips | Esutures | 523700 | To ligate the spleen post-injection |
References
- Smith, C., et al. Factors associated with specific causes of death amongst HIV-positive individuals in the D:A:D Study. AIDS. 24 (10), 1537-1548 (2010).
- Puoti, M., et al. Mortality for liver disease in patients with HIV infection: a cohort study. Journal of Acquired Immune Deficiency Syndromes. 24 (3), 211-217 (2000).
- Rodriguez-Mendez, M. L., Gonzalez-Quintela, A., Aguilera, A., Barrio, E. Prevalence, patterns, and course of past hepatitis B virus infection in intravenous drug users with HIV-1 infection. The American Journal of Gastroenterology. 95 (5), 1316-1322 (2000).
- Scharschmidt, B. F., et al. Hepatitis B in patients with HIV infection: relationship to AIDS and patient survival. Annals of Internal Medicine. 117 (10), 837-838 (1992).
- Lacombe, K., Rockstroh, J. HIV and viral hepatitis coinfections: advances and challenges. Gut. 61, 47-58 (2012).
- Brehm, M. A., Jouvet, N., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Humanized mice for the study of infectious diseases. Current Opinion in Immunology. 25 (4), 428-435 (2013).
- Billerbeck, E., et al. Humanized mice efficiently engrafted with fetal hepatoblasts and syngeneic immune cells develop human monocytes and NK cells. The Journal of Hepatology. 65 (2), 334-343 (2016).
- Dagur, R. S., et al. Human hepatocyte depletion in the presence of HIV-1 infection in dual reconstituted humanized mice. Biology Open. 7 (2), (2018).
- Gaska, J. M., Ploss, A. Study of viral pathogenesis in humanized mice. Current Opinion in Virology. 11, 14-20 (2015).
- Gorantla, S., Poluektova, L., Gendelman, H. E. Rodent models for HIV-associated neurocognitive disorders. Trends in Neurosciences. 35 (3), 197-208 (2012).
- Xu, D., et al. Chimeric TK-NOG mice: a predictive model for cholestatic human liver toxicity. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 352 (2), 274-280 (2015).
- Washburn, M. L., et al. A humanized mouse model to study hepatitis C virus infection, immune response, and liver disease. Gastroenterology. 140 (4), 1334-1344 (2011).
- Gutti, T. L., et al. Human hepatocytes and hematolymphoid dual reconstitution in treosulfan-conditioned uPA-NOG mice. The American Journal of Pathology. 184 (1), 101-109 (2014).
- Strick-Marchand, H., et al. A novel mouse model for stable engraftment of a human immune system and human hepatocytes. PLoS One. 10 (3), 0119820 (2015).
- Keng, C. T., et al. Characterisation of liver pathogenesis, human immune responses and drug testing in a humanised mouse model of HCV infection. Gut. 65 (10), 1744-1753 (2016).
- Li, F., Nio, K., Yasui, F., Murphy, C. M., Su, L. Studying HBV Infection and Therapy in Immune-Deficient NOD-Rag1-/-IL2RgammaC-null (NRG) Fumarylacetoacetate Hydrolase (Fah) Knockout Mice Transplanted with Human Hepatocytes. Methods in Molecular Biology. 1540, 267-276 (2017).
- Poluektova, L. Y., Garcia, J. V., Koyanagi, Y., Manz, M. G., Tager, A. M. . Humanized Mice for HIV Research. , (2014).
- Cheng, L., Ma, J., Li, G., Su, L. Humanized Mice Engrafted With Human HSC Only or HSC and Thymus Support Comparable HIV-1 Replication, Immunopathology, and Responses to ART and Immune Therapy. Frontiers in Immunology. 9, 817 (2018).
- Zhang, L., Su, L. HIV-1 immunopathogenesis in humanized mouse models. Cellular & Molecular Immunology. 9 (3), 237-244 (2012).
- Nunoya, J., Washburn, M. L., Kovalev, G. I., Su, L. Regulatory T cells prevent liver fibrosis during HIV type 1 infection in a humanized mouse model. The Journal of Infectious Diseases. 209 (7), 1039-1044 (2014).
- Hasegawa, M., et al. The reconstituted ‘humanized liver’ in TK-NOG mice is mature and functional. Biochemical and Biophysical Research Communications. 405 (3), 405-410 (2011).
- Higuchi, Y., et al. The human hepatic cell line HepaRG as a possible cell source for the generation of humanized liver TK-NOG mice. Xenobiotica. 44 (2), 146-153 (2014).
- Kosaka, K., et al. A novel TK-NOG based humanized mouse model for the study of HBV and HCV infections. Biochemical and Biophysical Research Communications. 441 (1), 230-235 (2013).
- Crane, M., Iser, D., Lewin, S. R. Human immunodeficiency virus infection and the liver. World Journal of Hepatology. 4 (3), 91-98 (2012).
- Bility, M. T., Li, F., Cheng, L., Su, L. Liver immune-pathogenesis and therapy of human liver tropic virus infection in humanized mouse models. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 28, 120-124 (2013).
- Kong, L., et al. Low-level HIV infection of hepatocytes. Virology Journal. 9, 1-7 (2012).
- Dash, P. K., et al. Long-acting nanoformulated antiretroviral therapy elicits potent antiretroviral and neuroprotective responses in HIV-1-infected humanized mice. AIDS. 26 (17), 2135-2144 (2012).
- Sun, S., Li, J. Humanized chimeric mouse models of hepatitis B virus infection. International Journal of Infectious Diseases. 59, 131-136 (2017).
- Shafritz, D. A., Oertel, M. Model systems and experimental conditions that lead to effective repopulation of the liver by transplanted cells. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 43 (2), 198-213 (2011).
- Almeida-Porada, G., Porada, C. D., Chamberlain, J., Torabi, A., Zanjani, E. D. Formation of human hepatocytes by human hematopoietic stem cells in sheep. Blood. 104 (8), 2582-2590 (2004).
- Streetz, K. L., et al. Hepatic parenchymal replacement in mice by transplanted allogeneic hepatocytes is facilitated by bone marrow transplantation and mediated by CD4 cells. Hepatology. 47 (2), 706-718 (2008).
