Summary
يصف هذا العمل استخدام طريقة التعويم لتحديد Toxocara canis و Ancylostoma spp. المكتشفة في عينات البراز التي تم جمعها من في المكسيك من 2017 إلى 2021 في ظل الظروف الميدانية.
Abstract
عادة ما يكون تشخيص طفيليات ذات الإمكانات الحيوانية المنشأ مثل Toxocara canis و Ancylostoma caninum في ظل الظروف الميدانية أمرا صعبا بسبب محدودية الوصول إلى المختبر في المناطق الريفية والضواحي في المكسيك. تهدف هذه الدراسة إلى الكشف عن T. canis و Ancylostoma spp. في عينات البراز التي تم جمعها من في المكسيك من 2017 إلى 2021 في ظل الظروف الميدانية. أدى حساب حجم العينة إلى تسجيل مستهدف ل 534 في جميع أنحاء البلاد.
تم جمع العينات مباشرة من المستقيم أو الأرض بعد التغوط. تم تخزين العينات في أكياس بلاستيكية فردية ومحكمة الغلق عند 4 درجات مئوية. تم تحضير محلول مشبع من كلوريد الصوديوم (الثقل النوعي [SpG] 1.20) في ظل الظروف الحقلية والمختبرية. في غضون 3 أيام من الجمع ، تم اختبار 2-4 غرام من البراز بحثا عن الطفيليات باستخدام طريقة التعويم عن طريق تعليق كل عينة برازية في محلول ملحي. تم خلط البراز مع محلول التعويم وسحقه باستخدام ملعقة معدنية.
بمجرد تحقيق تناسق موحد ، تم سكب عينة البراز في كوب بلاستيكي جديد باستخدام غربال وسمح لها بالجلوس لمدة 10-15 دقيقة. تم جمع ثلاث قطرات من أعلى الخليط باستخدام حلقة تلقيح معقمة. تم وضع الشرائح على المجهر وتم تحديد الطفيليات من قبل علماء الطفيليات المدربين. تم فحص عينات البراز من 1055 مجهريا. كان عدد العينات الإيجابية ل Ancylostoma spp. 833 (تردد 78.95٪) و 222 (21.04٪) ل T. canis. توضح هذه النتائج أهمية تحديد الديدان الحيوانية المنشأ في التي تعيش في المناطق الحضرية والريفية في المكسيك باستخدام تقنية تنظير الطفيليات في المختبر وفي ظل الظروف الميدانية.
Introduction
الطفيليات المعدية المعوية هي واحدة من أكثر المشاكل الصحية شيوعا التي تصيب1. تشير التقديرات إلى أن هناك ~ 700 مليون محلي في جميع أنحاء العالم ، ويمكن تصنيف ما يقرب من 175 مليون على أنها تجوالمجاني 2. يتم مشاركة أكثر من 60 نوعا من الطفيليات بين والبشر ، مما يشير إلى أن يمكن أن تكون مصدرا لعدوى البشر بهذه الطفيليات3. Toxocara canis و Ancylostoma caninum نوعان طفيليان يصيبان ، وعن طريق الخطأ ، المضيفين البشريين. حاليا ، هناك العديد من الدراسات حول المواقع التي تستطيع فيها هذه الديدان الطفيلية البقاء والتكاثر في المكسيك. يختلف انتشار التوكسوكارا في من 0٪ إلى أكثر من 87٪ في جميع أنحاء الولايات المتحدة والمكسيك وأمريكا الوسطى ومنطقة البحر الكاريبي4. تم الإبلاغ سابقا عن Toxocara canis و Ancylostoma spp. ، بالإضافة إلى الأنواع الطفيلية الأخرى في ، في المكسيك5،6،7،8،9،10،11،12،13 (الجدول 1).
| الأنواع الطفيلية | قطر | معدل الانتشار (٪) | مرجع |
| أنكلستوما كانينوم | كويريتارو | 42.90 | 5 |
| تاباسكو | 15.90 | 6 | |
| كامبيتشي | 35.7 – 42.9 | 7 | |
| يوكاتان | 73.8 | 8 | |
| بابيزيا | موريلوس | 13.60 | 9 |
| فيراكروز | 10.00 | ||
| بويضات الكوكسيديا | يوكاتان | 2.30 | 8 |
| كتينوسيفاليدس | موريلوس | 30.3 | 10 |
| ديبيليديوم كانينوم | يوكاتان | 2.30 | 8 |
| ديروفيلاريا | يوكاتان | 7.0 – 8.3 | 11 |
| الجيارديا | تاباسكو | 3.00 | 6 |
| يوكاتان | 18.8 | 8 | |
| الليشمانيا | تشياباس | 19.00 | 12 |
| الديدان الشريطية | باجا كاليفورنيا | 6.79 | 13 |
| توكسوكارا كانيس | كويريتارو | 22.10 | 5 |
| يوكاتان | 6.20 | 8 | |
| تريكوريس فولبيس | يوكاتان | 25.40 | 8 |
| المثقبيات | جاليسكو | 8.10 | 9 |
| كامبيتشي | 7.60 | ||
| تشياباس | 4.5 – 42.8 | ||
| كوينتانا رو | 20.1 – 21.3 | ||
| تولوكا | 17.50 | ||
| يوكاتان | 9.8 – 34 |
الجدول 1: الانتشار الإقليمي (٪) لطفيليات في المكسيك من 2001 إلى 2020. مكنت نتائج التحقيقات السابقة التي أجريت في الفترة من 2001 إلى 2020 من تحديد توزيع طفيليات عبر العديد من المناطق الحضرية والريفية في المكسيك. توفر هذه الدراسات فهما عميقا للعناصر الوبائية التي تفضي إلى استمرار طفيليات في النظم الإيكولوجية المختلفة ، مما يساهم في إجراء تقييم شامل للتأثير الحيواني المنشأ لبعض أنواع الطفيليات.
يمكن العثور على مراحل دورة حياة الطفيليات المعوية ، مثل البيض أو الخراجات أو البويضات أو اليرقات في عينات البراز. وبالتالي ، فإن فحص المواد البرازية يوفر معلومات قيمة حول طفيليات. أدت الحاجة إلى طريقة للكشف عن بيض Ancylostomidae في البراز البشري إلى استخدام مسحة البراز البسيطة في عام 1878 ، والتي كانت تستخدم لسنوات عديدة للكشف عن الطفيليات المعدية المعوية ولكنها اعتبرت غير حساسة للغاية. وهكذا ، نشأت الحاجة إلى تطوير طرق مجهرية أفضل14. لقد مر أكثر من 100 عام منذ أن تم وصف تقنية التعويم لاستعادة وعد بيض الطفيليات في عينات البراز لأول مرة15. منذ ذلك الحين ، تم اعتبار العديد من الطرق والمتغيرات لتقنية التعويم معيارا للكشف عن بعض الطفيليات في مضيفيها.
على سبيل المثال ، وصف لين طريقة في عام 1924 تتضمن تقنية التعويم بالطرد المركزي المباشر ، والتي تدمج الطرد المركزي متبوعا بتعويم الرواسب في محلول كلوريد الصوديوم المشبع مع SpG 1.2 في 1 جم (Lane) أو 10 g (تعديل Stoll). تم تعديل تقنية التعويم لاحقا باستخدام محاليل ذات SPG14 مختلفة. في عام 1939 ، أبلغ جوردون وويتلوك عن عيوب تقنية ستول بسبب التداخل من المخلفات في تصور بيض الطفيليات وطوروا الطريقة الكمية المعروفة باسم McMaster16. في عام 1979 ، أثبت O'Grady و Slocombe أن الثقل النوعي للمحلول والتوقيت وأحجام الشبكات للمصافي تؤثر على دقة اكتشاف البيض باستخدام تقنية التعويم17. خلال العقود الماضية ، نظرا لإجراء العديد من التعديلات على تقنية التعويم ، هناك حاجة ملحة لتوحيد طرق التعويم. حاليا ، مطلوب الكشف عن عدوى الديدان الطفيلية للكلاب في سياق الوقاية من الطفيليات الحيوانية المنشأ لتطبيق العلاجات المناسبة للديدان للحد من التلوث البيئي بالمراحل المعدية من الديدان الخيطية الحيوانية المنشأ18.
من بين الطرق النوعية ، يتم استخدام تقنية تعويم البراز على نطاق واسع ومقبولة لأنها لا تتطلب الكثير من المعدات ، وهي بسيطة وغير مكلفة وقابلة للتكرار. ومع ذلك ، فإن لها عيبا كبيرا في أنها تفتقر إلى الحساسية عندما تكون شدة العدوى منخفضة19. عادة ما يتم تحديد القدرة على الكشف عن وجود عدد أكبر من العناصر الطفيلية مثل البيض أو البويضات أو الخراجات أو يرقات الديدان الخيطية من خلال كثافة المحلول20.
قارنت التقارير السابقة التقنيات الطفيلية المشتركة للكشف عن بيض الديدان الخيطية للكلاب. فيما يتعلق بالكشف عن البروتوزوا المتحركة ، يتم استخدام مسحات البراز المباشرة. في حين أن طرق الترسيب مفيدة لتشخيص البيض الثقيل من الطفيليات مثل الديدان المثقوبة21. واحدة من الاختبارات التشخيصية الميدانية الأكثر استخداما هي طريقة لطاخة البراز. ومع ذلك ، يمكن أن يعزى انخفاض مستوى حساسية هذه التقنية إلى حقيقة أنها تحتوي على حطام يتداخل مع اكتشاف بيض الطفيليات. من خلال دمج خطوة الغربلة جنبا إلى جنب مع الحلول التي توفر SpG المناسب ، توفر طريقة التعويم ملاحظة أكثر وضوحا وأقل تشوشا لبيض السكاريد والدودة الشصية. هذا يؤدي إلى عملية أكثر دقة وكفاءة للفحص المجهري22. وبالمثل ، يتم استخدام تقنيات التعويم البسيطة والطرد المركزي المباشر بشكل شائع لاستعادة بيض الطفيليات والبويضات14. يمكن اعتبار طرق التعويم الكلاسيكية نوعية أو كمية اعتمادا على استخدام غرفة العد مثل طريقة McMaster15. ومع ذلك ، نظرا لأن تقنية التعويم لها حساسية منخفضة وتركز على اكتشاف الطفيليات في فترة البراءة ، فلا ينبغي اعتبار النتائج السلبية حاسمة. ومع ذلك ، فإن الدقة لا تعتمد فقط على إجراء حفظ عينات البراز أو SpG لحلول التعويم ولكنها تعتمد أيضا على الكفاءة الفنية والخبرة في إجراء فحوصات البراز للمستخدم.
وبالتالي ، تم استكشاف طرق أخرى للكشف عن طفيليات في البراز. من المسلم به عموما أن أحد أكثر الأساليب استخداما لتشخيص عدوى الديدان المعوية في هو تقنية FLOTAC ، وهي طريقة متعددة التكافؤ وحساسة ودقيقة تعطي نتائج دقيقة وموثوقة لتشخيص A. caninum في عند مقارنتها ببروتوكول التعويم في أنبوب وتقنية McMaster19 ، 23. تعد طرق الترسيب مفيدة لاستعادة بيض الصدفة وبيض النيماتودا الجنينية ومعظم بيض الدودة الشريطية ، والتي لا يمكن استعادتها على سطح محلول التعويم لأن هذه الهياكل لا تطفو24. إحدى الطرق التي ثبت أنها متفوقة على تقنيات التعويم / الترسيب هي طريقة التعويم بالطرد المركزي المزدوج المعدل ، لأنها تمكن من اكتشاف بيض العصيدة في البراز ، وهي أقل استهلاكا للوقت ، وتفصل بيض Anoplocephala عن حطام البراز ، وتقلل من التبلور25. علاوة على ذلك ، تم استخدام هذه التقنية بنجاح للكشف عن بيض الإسكاريد بحساسية عالية26. ومع ذلك ، فإن بعض هذه التقنيات المذكورة أعلاه وطرق الطرد المركزي مثل Ovassay ، على عكس بروتوكول التعويم الذي نقترحه في هذه الدراسة ، تتطلب حفظ العينات في الكواشف مثل الفورمالين ، والمجموعات التجارية ، ومعالجة العينات في ظل ظروف المختبر ، واستخدام الكواشف مثل كبريتات الزنك27 وهي مكلفة وتتطلب إجراءات خاصة للتخلص لتجنب السمية البيئية.
تم تفضيل استخدام التقنيات التي تزيد من حساسية طريقة التعويم عن طريق إضافة حلول ذات SPG عالية مؤخرا. ومع ذلك ، يجب اعتبار أن عيب هذه الحلول هو زيادة الحطام في التحضير النهائي وبالتالي الكشف غير الدقيق عن بيض الطفيليات. بالإضافة إلى ذلك ، فإن التوافر التجاري للمواد والكواشف والتكلفة وقضايا التأثير البيئي وصعوبة استخدام طرق الطرد المركزي تؤثر على اختيار تقنية التعويم14 ، والتي يمكن أن تكون صعبة في الظروف الميدانية على عكس البروتوكول الذي نقدمه في هذا العمل. يعد تحضير محاليل التعويم بملح الطعام مفيدا على استخدام السكر لأنه في ظل الظروف الحقلية ، يجذب السكر الحشرات مثل الدبابير والنحل وتصبح المستحضرات لزجة. علاوة على ذلك ، فإن المحاليل مثل الفينول ، الذي يضاف إلى محاليل السكر لتجنب الالتصاق ، أو ZnSO4معقدة للتخلص منها بشكل صحيح وفقا لإرشادات حماية البيئة ولا يمكن التخلص منها في الحقل ؛ على عكس محلول ملح الطعام.
الهدف من هذه المخطوطة هو توضيح خطوات الكشف عن بيض T. canis و Ancylostoma spp. في عينات البراز باستخدام تكييف تقنية التعويم البسيطة في ظل الظروف الحقلية والمعملية. باتباع البروتوكول الموصوف هنا وباستخدام مجهر مزود ببطارية احتياطية ، يمكن تشخيص هذه الطفيليات الحيوانية المصدر للكلاب في المناطق الريفية والضواحي عندما لا تتوفر معدات مختبرية وبنية تحتية. يمكن أن توفر طريقة التعويم البسيطة الموصوفة في هذا العمل نتائج سريعة وهي تقنية غير جراحية وفعالة من حيث التكلفة للفحص الروتيني.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
تمت الموافقة على استخدام ورعاية من قبل الجامعة الوطنية والمستقلة في المكسيك.
1. جمع عينات البراز
ملاحظة: التعامل مع بمساعدة طبيب بيطري أو صاحب.
- في حالة الوحشية (الشكل 1 أ) أو العصبية ، اجمع عينات من الأرض مباشرة بعد التغوط أو بعد أكثر من 10 دقائق.
- قم بتشحيم القفازات الجراحية أو أكياس البولي إيثيلين ذات الجدران الرقيقة بالماء أو الفازلين. لجمع عينات البراز من المستقيم ، ارتد قفازات جراحية أو أكياس بولي إيثيلين رقيقة الجدران.
- جمع ما لا يقل عن 2 غرام من البراز من كل (الشكل 1 ب).
- حدد عينات البراز الفردية على النحو التالي: التاريخ والموقع (إحداثيات نظام تحديد المواقع العالمي [GPS] باستخدام خرائط Google) ، وقم بتعيين رقم تعريف لكل ، والعمر التقريبي للكلب ، وجنس ، والسلالة ، الداخلي أو الخارجي (الوحشي).
- أغلق الأكياس التي تحتوي على عينة البراز بعقدة ضيقة. احتفظ بالأكياس مبردة (4-8 درجة مئوية) إذا لم يتم تحليل عينات البراز في غضون 3-4 ساعات بعد جمعها.
2. تحضير محلول ملح مشبع للتشخيص الميداني
ملاحظة: إذا كان الوصول إلى ميزان أو مادة قياس أو مواقد أو غاز لغلي الماء غائبا أو محدودا ، فيمكن تحضير المحلول الملحي المشبع بسهولة باستخدام الماء وملح الطعام العادي وكوب بلاستيكي سعة 12 أونصة (355 مل) وزجاجة بلاستيكية فارغة سعة 1 لتر.
- اغسل جيدا زجاجة صودا فارغة سعة 1 لتر. املأ الزجاجة ب 1 لتر من الماء.
- املأ كوبا بلاستيكيا سعة 12 أونصة بملح الطعام الشائع.
- نقل الملح إلى زجاجة الصودا.
- أغلق زجاجة الصودا بإحكام مع غطاء المسمار. هز المحلول بقوة حتى لا يذوب الملح.
ملاحظة: قد يستغرق هز المحلول في زجاجة الصودا حتى يذوب الملح بالكامل ما يصل إلى 90 دقيقة.
3. تحضير محلول ملح مشبع للتشخيص المختبري
- تزن 420 غرام من ملح الطعام المشترك.
- حل 420 غرام من الملح في 1 لتر من الماء.
- غلي المحلول حتى لا يذوب الملح.
- قم بتصفية المحلول للتخلص من الملح غير المذاب.
- تحقق من تركيز المحلول باستخدام مقياس كثافة السوائل الثقيل أو مقياس الكثافة.
ملاحظة: يحتوي التركيز المثالي على SPG يبلغ 1.20 لتحقيق نتائج أفضل (الشكل 2 أ). تتأثر القدرة العائمة للبيضة بتفاعلها مع المحلول ، مما يساهم في تفاوت قدرة البيض على الطفو في محاليل لها نفس الثقل النوعي. ومن ثم ، لتحقيق الاستعادة المثلى للبيض ، من الضروري مراعاة النطاق العلوي للجاذبية النوعية في محلول التعويم ، مما يضمن أنه يتجاوز عناصر الطفيليات المستهدفة6.
4. طريقة التعويم
ملاحظة: إذا كانت عينات البراز جافة جدا أو صلبة ، فقم بنقعها في الهاون.
- باستخدام ملعقة ، ضع حوالي 3 غرام من البراز في كوب بلاستيكي واحد (~ 8.5 سم في الطول و ~ 5.5 سم في القطر).
- أضف 1 مل من محلول الملح المشبع حتى يتم الحصول على عجينة.
- يقلب لمدة 1 دقيقة ويضاف 100 مل من محلول الملح المشبع.
- مرر هذا التعليق من خلال مصفاة بلاستيكية إلى كوب بلاستيكي ثان لتجنب الجسيمات الخشنة (الشكل 2 ب).
- دع التعليق يقف لمدة 15-20 دقيقة.
- ضع حلقة تلقيح في اللهب لمدة 1 ثانية للتأكد من خلوها من البيض أو الخراجات أو البويضات (الشكل 2 ج).
- انتظر لمدة 5 ثوان حتى تبرد حلقة التلقيح (الشكل 2 د).
- خذ ثلاث قطرات من سطح التعليق مع حلقة التلقيح. ضع كل واحدة من القطرات الثلاث بشكل منفصل على شريحة زجاجية واحدة (الشكل 2E-G)
ملاحظة: تأكد من أن القطرات ليست على اتصال مع بعضها البعض (الشكل 2H). - راقب تحت المجهر بهدف 10x (الشكل 2I). ضع قسيمة غطاء إذا زاد التكبير إلى 40x.
- عندما يتم ملاحظة نتيجة إيجابية في القطرة ، قم بتعيين تقاطع (+) في سجل المختبر لتسجيل وجود الطفيليات في فترة براءة الاختراع في مواقع عشوائية لسطح تعليق البراز.
5. تفسير طريقة التعويم
ملاحظة: النتائج السلبية غير حاسمة.
- قم بإجراء سلسلة من ثلاثة اختبارات مع عينات من 3 أيام متتالية لزيادة حساسية الاختبار.
ملاحظة: تشير النتائج الإيجابية إلى وجود طفيليات في فترة البراءة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
في هذا العمل ، يتم وصف إجراءات الجمع والتنظير الطفيلي لتحديد T. canis و Ancylostoma spp. الأساس المنطقي وراء تكييف طريقة تعويم البراز البسيطة للكشف عن بيض الديدان الطفيلية للكلاب هو أن هذه التقنية فعالة من حيث التكلفة لأن الحلول والمعدات والمواد غير مكلفة. وبالتالي ، فإن الطريقة لديها قدرة عالية على معالجة العينات حيث يمكن معالجة عينات متعددة في فترة قصيرة. علاوة على ذلك ، فإن طريقة تعويم البراز البسيطة سهلة التنفيذ وحساسة نسبيا.
تم إجراء حجم العينة واختيار من خلال الراحة التي تحددها بشكل أساسي رغبة مالك وسلامة الاقتراب من الوحشية. في العمل الحالي ، تم استخدام طريقة التعويم لتقييم حدوث وترددات Ancylostoma spp. و T. canis في Canis lupus familiaris في المكسيك خلال 4 سنوات بدءا من عام 2017. تم جمع عينات براز من 1638 وفحصها مجهريا. كان ما مجموعه 1235 إيجابيا ل T. canis و Ancylostoma spp. كان أحد أهداف استخدام طريقة التعويم هو إثبات فعاليتها في قياس حدوث التوكسوكارا أو الأنكلستوما ، لكننا نهدف أيضا إلى إجراء فحص أعمق للعوامل التي يمكن أن تؤثر على انتشارها. ونتيجة لذلك ، تم التخلص من 185 مصابا بعدوى مختلطة. كان عدد العينات الإيجابية ل Ancylostoma spp. 833 (تردد 78.95٪) و 222 (21.04٪) ل T. canis. من بين 1050 عينة ، تمت معالجة 75.5٪ (793 عينة) وقراءتها في بيئة ميدانية من خلال تحضير محلول التعويم بزجاجة صودا واستخدام مجهر مع 3 × 1.2 فولت بطاريات AA قابلة لإعادة الشحن لمدة 4 ساعات من التشغيل المستمر. تم فحص عينات البراز المتبقية البالغ عددها 257 عينة في المختبر.
كان الهدف من هذه الدراسة هو استخدام محلول التعويم وطريقة في إعداد ميداني لتسريع وتسهيل تشخيص اثنين من طفيليات الديدان الطفيلية من في المناطق التي لا تتوفر فيها بنية تحتية أو معدات مختبرية. مكننا التطبيق الميداني لطريقة التعويم من توصيل النتائج إلى 400 مالك فور كل قراءة مجهرية لتقديم توصيات بشأن العلاجات المضادة للديدان والتدابير الوقائية وبالتالي تجنب انتشار الطفيليات في البشر أو المصاحبة. وبالمثل ، فإن تقنية التعويم في البيئة الميدانية جعلت من الممكن فحص الوحشية وتزويدها بعلاج طارد للديدان باستخدام الحلويات أو الطعام. يوضح الشكل 3A والشكل 3B بيض T. canis و Ancylostoma spp. ، على التوالي ، لوحظ بعد إجراء محلول التعويم والتقنية في بيئة حقلية. عندما خضعت عينات البراز الطازجة لطريقة التعويم في بيئة حقلية ، كان المحلول المحضر في زجاجة صودا قادرا على جلب بيض الديدان الطفيلية إلى التعويم. تمت مقارنة إنتاج بلورات الملح وفقاعات الهواء بالعينات التي تمت قراءتها في بيئة معملية ولم يكتشف المشغل أي فرق. هذه الملاحظة مشجعة وتتحدى معرفة أن تركيز عينات البراز يضمن قراءة مجهرية أكثر دقة.
عندما تمت معالجة محلول التعويم وعينات البراز في بيئة معملية ، لم يلاحظ أي فرق فيما يتعلق بمورفولوجيا ووضوح القراءات تحت المجهر حيث أن نفس كمية الحطام تطفو بشكل متزامن في كل من الكشف المجهري الميداني والمختبري للطفيليات. يوضح الشكل 3أ ، ب بيض T. canis و Ancylostoma spp. ، على التوالي ، تم استرداده من 257 عينة تمت معالجتها في بيئة معملية مجهزة تجهيزا كاملا بعد نقل العينات من المناطق الحضرية والضواحي والريفية. لم تختلف بيض الطفيليات هذه شكليا عن تلك التي لوحظت في ظل الظروف الحقلية (الشكل 3C).
أنتج هذا البروتوكول عددا كافيا من النتائج لتقييم تأثير الموقع ، وموسم السنة ، والجنس ، والسلالة ، والعمر ، والظروف الخارجية أو الداخلية في انتشار T. canis و Ancylostoma spp. تمت مقارنة بيانات الانتشار باستخدام اختبار ANOVA بقيمة دلالة 0.05. يوضح الجدول 2 أن T. canis أظهر تواترا أعلى بكثير للتوزيع في المناخات المعتدلة والجافة مقارنة بالدول التي تتميز بالمناخات الدافئة ، في حين لم يكن هناك اختلاف ملحوظ في انتشار Ancylostoma spp. عبر المناطق ذات المناخات الدافئة أو المعتدلة أو الجافة السائدة. وبالمثل ، يتم اكتشاف Ancylostoma spp. و T. canis بشكل شائع في الصيف. وجد أن 60.86٪ من الذكور كانوا إيجابيين لداء الأنكلستوما و 37.38٪ لداء السموم. علاوة على ذلك ، تم اكتشاف T. canis بشكل متكرر في الجراء أقل من 6 أشهر من العمر. في حين تم تشخيص Ancylostoma spp. أكثر في البالغة. ومن المثير للاهتمام ، لم يتم العثور على فرق بين سلالات. أصابت الدودة الشصية 65.54٪ من الخارجية. ومع ذلك ، تم اكتشاف T. canis بالتساوي في ذات الحالة الخارجية أو الداخلية.
الشكل 1: جمع عينات البراز من. (أ) يجب توخي الحذر أثناء جمع عينات البراز من الوحشية. عندما يكون ذلك ممكنا ، يجب جمع البراز الطازج وحفظه في كيس بلاستيكي لتقديمه وتحليله بالمنظار في المختبر. يجب تبريد العينات عند 4 درجات مئوية ووضعها في صناديق الستايروفوم أو الأظرف المعدنية المعزولة في غضون 24 ساعة من التجميع. (ب) يوصى بثلاثة جرامات من البراز كمعيار. وبالتالي ، 2-5 غرام معقول. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: تحضير محلول ملح مشبع ومعالجة تعليق البراز للفحص المجهري. (أ) يجب أن تكون الكثافة المثالية لمحلول مشبع مصنوع من ملح أكبر من 1.20. يوصى بشدة بالتحقق من عدم وجود بلورات في الأسفل وأن الحل شفاف. (ب) يؤدي تمرير معلق البراز عبر مصفاة بلاستيكية إلى إزالة الجسيمات الخشنة. (ج) يجب تعريض حلقة التلقيح للهب (موقد مختبر أو ولاعة محمولة شائعة) للتأكد من خلوها من التلوث. (د) اترك حلقة التلقيح تبرد وخذ ثلاث قطرات من مواقع مختلفة على سطح المعلق. (ه) بعد وضع القطرة الأولى على الشريحة الزجاجية، تجنب تحريك الشريحة لتقليل انسكاب القطرة. توفر الشريحة الزجاجية منصة رقيقة وشفافة تسمح بمراقبة العينات. (و) ضع القطرة الثانية في منتصف الشريحة الزجاجية. أخذ قطرة ثانية من سطح تعليق البراز يزيد من احتمال العثور على البيض في تعليق حيث قد تكون الهياكل الطفيلية موزعة بشكل غير متساو. (ز) ضع القطرة الثالثة على الشريحة الزجاجية. سيسمح قطرة ثالثة من سطح تعليق البراز بمراقبة منطقة أخرى قد يتركز فيها البيض العائم. (H) لوحظت القطرات الثلاث بشكل منفصل على الشريحة الزجاجية للكشف عن بيض الديدان الخيطية من مناطق مختلفة من سطح معلق البراز. (ط) مراقبة العينة تحت المجهر باستخدام هدف 10x. إذا تم تغيير الهدف إلى 40x ، ضع زلة غطاء على قطرات تعليق البراز. عندما تلاحظ نتيجة إيجابية في القطرة ، قم بتعيين صليب (+) لتحديد وجود الطفيليات في فترة براءة الاختراع في مواقع عشوائية لسطح تعليق البراز. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 3: بيض توكسوكارا كانيس و Ancylostoma spp. تم اكتشافه بواسطة المجهر الضوئي باستخدام تكبير 40x. (أ) بيض توكسوكارا كانيس المكتشف بالمجهر الضوئي باستخدام تكبير 40x. سمحت طريقة التعويم بتصور الحقول المجهرية النظيفة الخالية من المواد الخشنة (التي تم جمعها في بيئة ميدانية). بغض النظر عن طريقة تحضير محلول التعويم ، كان البيض مرئيا ولوحظ بشكل أساسي دون تعديلات مورفولوجية. (ب) بويضات الورم الأنكلستوما المكتشفة بالمجهر الضوئي باستخدام تكبير 40x. على الرغم من عدم إجراء تركيز للبراز (في بيئة حقلية) ، إلا أن طريقة التعويم البسيطة عالجت أوجه القصور في الكشف المورفولوجي للبيض في البراز عندما تم الإجراء وفقا للطريقة الحالية. (ج) بيض T. canis و Ancylostoma spp. المكتشفة بالمجهر الضوئي باستخدام تكبير 40x. كانت السمات المورفولوجية لهذه البويضات (التي تم استردادها في بيئة معملية) واضحة على الرغم من عدم إجراء أي تركيز لعينات البراز ولم تختلف عن البويضات المستعادة في بيئة حقلية. قضبان المقياس = 75 ميكرومتر. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
| أنكلستوما النيابة. | توكسوكارا كانيس | ||
| مناخ | مناخ دافئ | 38.66أمبير | 22.52أمبير |
| المناخ الجاف | 29.41أمبير | 36.03أمبير | |
| مناخ معتدل | 31.93أمبير | 41.44ب | |
| ربيع | 23.76أمبير | 19.81أمبير | |
| صيف | 49.81ب | 50.00ب | |
| خريف | 17.52أمبير | 20.27أمبير | |
| شتاء | 8.88ج | 9.90ج | |
| جنس | ذكر | 60.86أمبير | 62.61أمبير |
| أنثى | 39.13ب | 37.38ب | |
| عمر | 0-3 أشهر | 18.72أمبير | 51.80أمبير |
| 3-6 أشهر | 15.48أمبير | 32.43ب | |
| > 6 أشهر | 22.44أمبير | 10.36ج | |
| > 1 سنة | 43.33ب | 5.40ج | |
| ربى | مهجن | 52.78أمبير | 55.86أمبير |
| الاصيله | 47.22أمبير | 44.14أمبير | |
| حالة السكن | داخلي | 34.45أمبير | 52.25أمبير |
| حوض | 65.54أمبير | 47.74ب |
الجدول 2: انتشار (٪) من Ancylostoma spp. و Toxocara canis في في المكسيك خلال 4 سنوات وفقا للمناخ والموسم والجنس والعمر والسلالة وحالة السكن. تكشف المؤشرات المستمدة من البيانات أنه لا يوجد تباين كبير في انتشار Ancylostoma spp. عبر المناطق التي تتميز بمناخات دافئة أو معتدلة أو جافة. في المقابل ، يظهر T. canis انتشارا أعلى بشكل ملحوظ في المناخات المعتدلة والجافة مقارنة بالمناخات الدافئة. بالإضافة إلى ذلك ، يتم تحديد كل من Ancylostoma spp. و T. canis بشكل متكرر خلال موسم الصيف. يوضح تحليل البيانات كذلك أن 60.86٪ من ذكور كانت إيجابية لداء الأنكلستوما ، بينما كان اختبار 37.38٪ إيجابيا لداء السموم. علاوة على ذلك ، يتم اكتشاف T. canis بشكل أكثر شيوعا في الجراء الذين تقل أعمارهم عن 6 أشهر ، في حين أن Ancylostoma spp. أكثر انتشارا في البالغة. ومن المثير للاهتمام ، لم يلاحظ أي اختلافات ملحوظة بين سلالات المختلفة. تشير النتائج إلى أن 65.54٪ من الخارجية مصابة بالدودة الشصية للكلاب ، في حين أن T. canis منتشر بالتساوي بين الداخلية والخارجية. * القيم المتوسطة داخل عمود العامل (المناخ والموسم والجنس والعمر والسلالة والسكن) متبوعة بنفس الأحرف لا تختلف اختلافا كبيرا عند P < 0.05 وفقا لاختبار ANOVA.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
يمكن للديدان الخيطية مثل T. canis و Ancylostoma spp. أن تعيش في الأمعاء الدقيقة للكلاب ولديها القدرة على الانتقال إلى البشر. العلامات السريرية التي تسببها T. canis خطيرة في الصغيرة ، وتظهر على شكل نمو ضعيف ، أو مشاكل في الجهاز التنفسي ، أو آفات في الجهاز الهضمي28. في البالغة ، تميل العدوى عادة إلى أن تكون خفيفة. يعتمد التشخيص على تحديد البويضات المميزة في عينة البراز. هذا الشرط هو سبب متكرر لوصف العلاج بالديدان للكلاب29. لفهم وبائيات التوكسوكارا ، من الضروري إدراك أن الطفيلي يمكن أن ينتقل من الأم إلى الجرو من خلال المشيمة قبل الولادة ومن خلال الرضاعة كعدوى مجراكتوجينية بعد فترة وجيزة من الإنجاب. يمكن أن يصاب البشر ب T. canis عند تناول البيض المعدي ، والذي يمكن أن يحدث من خلال وسائل مختلفة مثل التربة الملوثة أو فراء مصاب. في هذه الحالة ، يعمل البشر كمضيفين للباراتينيك ، وعلى الرغم من عدم وجود تكاثر طفيلي ، فإن اليرقات المنبعثة من البيض يمكن أن تسبب ضررا ، خاصة في حالة الأطفال30.
تحدث العدوى بالدودة الشصية Ancylostoma spp. في عندما تبتلع اليرقات أو عندما تخترق اليرقات الجلد. يمكن أن تصاب الجراء بالعدوى عن طريق استهلاك مضيف paratenic أو من خلال المسار اللبني31. تتغذى الديدان الخطافية الناضجة على الدم ، مما قد يؤدي إلى فقر الدم الوخيم وأعراض الجهاز الهضمي ، خاصة في الصغيرة. تؤدي العدوى التي تحدث من خلال الجلد إلى التهاب الجلد ، والذي يتم حله عادة بعد حوالي أسبوع من ظهور العدوى. تم استخدام العديد من الأدوية المضادة للديدان ، مصحوبة بالعلاج الداعم. ومع ذلك ، كانت هناك تقارير عن مقاومة الديدان. Ancylostoma لديه القدرة على أن يكون مسببا للأمراض للبشر. يمكن أن يؤدي انتقال يرقات L3 عبر الجلد إلى حالة تعرف باسم اليرقات الجلدية المهاجرة. عادة ما يتم حل هذه الآفات دون علاج على مدى بضعة أشهر. في حالات نادرة ، قد تهاجر الديدان الخطافية للكلاب إلى الجهاز الهضمي البشري ، مما يؤدي إلى التهاب الأمعاء اليوزيني30.
يعد التشخيص الدقيق والاقتصادي والسريع للطفيليات في أمرا ضروريا لزيادة معرفتنا الوبائية بالديدان الطفيلية للكلاب. لهذا السبب ، قمنا بتكييف بروتوكول لتقنية التعويم البسيطة لاستخدامها في إعداد ميداني للكشف عن T. canis و Ancylostoma spp. ومن القضايا ذات الصلة التي واجهها البروتوكول الحالي جمع عينات من الوحشية، حيث يصعب عادة التعامل مع هذه. لذلك ، تم أخذ العينات عن طريق مراقبة ومتابعتها حتى تتغوط ، مما يجعل طريقة أخذ العينات تستغرق وقتا طويلا وصعبة وخطيرة إلى حد ما. وفقا لتجربتنا ، نوصي بشدة بتقييم الدراسات الطفيلية في المأوى.
فيما يتعلق باستعادة بيض الديدان الطفيلية الحيوانية المنشأ ، لا يزال التنظير النوعي هو المنهجية المستخدمة بشكل شائع في مختبر الطفيليات لأغراض التشخيص1. وقد وجدت الدراسات السابقة أن تقنية التعويم باستخدام محلول الملح المشبع أكثر موثوقية من الفحص المجهري المباشر. على سبيل المثال ، حدد درايدن والمتعاونون حساسية بنسبة 95.15٪ لبيض Ancylostoma spp. في 206 عينة برازية تمت معالجتها بواسطة تقنية التعويم و 27.18٪ بواسطة الفحص المجهري المباشر32. من المقبول أن كثافة محلول التعويم هي عامل حاسم لطريقة التعويم14،20،23. في المحاليل التي لا تصل إلى هذه الكثافة ، تستغرق الأشكال الطفيلية وقتا أطول لتطفو أو لا تطفو أبدا. عندما يكون محلول التعويم مشبعا ، فإنه يتبلور في بضع دقائق وحتى قبل ذلك إذا تم وضع غطاء20.
استند اختيار حل التعويم في هذا البروتوكول إلى سهولة التحضير والراحة والتكلفة والتأثير البيئي. على الرغم من أن محلول السكر يستغرق وقتا أطول للتبلور ، يجب إضافة الفورمالين أو الفينول كمادة حافظة وتقليل الإحساس اللزج أو اللاصق. وهو إزعاج في ظل الظروف الميدانية التي سادت في هذه الدراسة. علاوة على ذلك ، فإن التخلص من الكواشف الكيميائية مسألة معقدة بسبب اللوائح البيئية. أظهرت البيانات في هذه الدراسة أن المحلول المشبع المحضر بملح الطعام الشائع في ظل الظروف الحقلية باستخدام زجاجة الصودا بسبب عدم توفر المعدات المختبرية لتحضير وغلي محلول التعويم ، كان فعالا مثل المحلول المحضر في بيئة معملية. الفرق الوحيد الملحوظ هو الوقت الأطول الذي يستغرقه هز زجاجة الصودا حتى يمكن رؤية محلول شفاف. كانت الملاحظات المجهرية نظيفة بنفس القدر للعينة المحضرة باستخدام كلتا الطريقتين لتحضير المحلول المشبع. من المهم إجراء المزيد من الدراسات في المستقبل مع عدد أكبر من العينات لتأكيد البيان المذكور أعلاه. ومع ذلك ، فهي تستغرق وقتا طويلا وتحتاج إلى جهد بدني لهز المحلول داخل الزجاجة لساعات. تتمثل خطوة أخرى مهمة في البروتوكول في ترك تعليق البراز لمدة 15 دقيقة على الأقل للسماح للبيض بالطفو والتركيز على السطح. ومع ذلك ، كلما طالت فترة الراحة ، كلما طفا المزيد من الحطام وبعد بضع ساعات ، سوف يتشوه البيض أو ينكسر. بالنظر إلى أن حساسية وخصوصية طرق تنظير الطفيليات منخفضة وأن دقة هذه الطرق كاختبارات تشخيصية تعتمد على مهارات المستخدم ، في الدراسة الحالية ، أجرى علماء الطفيليات المدربون وذوي الخبرة تقنية التعويم وحددوا الطفيليات.
هذه الدراسة ، على حد علمنا ، هي الأولى التي تقدر انتشار Ancylostoma spp. و T. canis في في المكسيك باستخدام عينات البراز التي تم فحصها بطريقة التعويم البسيطة في بيئة حقلية. لقد ثبت هنا أن تقنية التعويم التي استخدمناها ، على الرغم من العقود التي كانت قيد الاستخدام ، لا تزال اختبارا تشخيصيا فعالا للغاية واقتصاديا وسريعا14. ومع ذلك ، هناك تقنيات تنظير الطفيليات ذات حساسية وخصوصية أعلى من تلك التي استخدمناها لتشخيص الديدان الطفيلية للكلاب. مثل تركيز الترسيب ، كما هو الحال في تقنية فاوست. علاوة على ذلك ، من المهم ملاحظة أن فاوست ، وهي طريقة تركيز ، قد ثبت أيضا أنها أكثر فعالية في الكشف عن البروتوزوا مثل الجيارديا33. ومع ذلك ، فإن طريقة تنظير الطفيليات التي اخترناها لهذه الدراسة كان لها العديد من المزايا مثل التكلفة. تقنية فاوست أغلى من التعويم بمحلول مشبع بالمحلول الملحي لأنها تتطلب معدات إضافية ومكلفة مثل أجهزة الطرد المركزي. طرق التركيز الأخرى مثل تلك التي تستخدم الكواشف مثل كبريتات الزنك أغلى من الملح العادي وتحتاج إلى مزيد من الوقت بسبب عدد الغسلات المطلوبة في جهاز الطرد المركزي. لذلك ، فإن تقنية فاوست محدودة لاستخدامها في العمل الميداني حيث لا يكون الوصول إلى أجهزة الطرد المركزي أمرا شائعا.
الأهم من ذلك ، أن أحد قيود تقنية التعويم البسيطة هو أنها ليست حساسة بما يكفي للكشف عن بويضات الكريبتوسبوريديوم أو أكياس الجيارديا أو بيض تريكوريس . ومن ثم ينبغي استخدام التقنيات التي تستخدم إجراءات الطرد المركزي لتركيز أشكال الطفيليات إذا كان المقصود تشخيص هذه الأنواع. من المهم تسليط الضوء على أن معدلات الإيجابية للأجناس المبلغ عنها في هذه الدراسة لا ينبغي اعتبارها قاطعة لأنه تم استخدام طريقة ملائمة كاستراتيجية لأخذ العينات. من المهم ملاحظة أنه قد تكون هناك مواقف ، كما هو الحال في الملاجئ ذات الإدارة الصعبة للحيوانات ، حيث يصبح من الضروري تحديد طفيليات الديدان الطفيلية في. ونتيجة لذلك، قد يحتاج هذا البروتوكول إلى تعديلات في المستقبل لاستيعاب جمع العينات المجمعة.
كنقطة ضعف ، تجدر الإشارة إلى أن طريقة التعويم البسيطة وإعداد المحلول المشبع من كلوريد الصوديوم قد تم تطويرها لغرض محدد - لفحص براز في ظل ظروف حقلية في الغالب - ولكن حساسية إجراء التعويم البسيط تعتبر منخفضة بشكل عام. لذلك ، للكشف عن الخراجات أو البيض من أنواع الطفيليات الثقيلة ، يقترح بشدة استخدام تقنية التركيز. نظرا للحساسية المنخفضة لطريقة التعويم البسيطة ، بغض النظر عما إذا تم إجراؤها في حقل أو بيئة معملية ، كان من المعقول الشك فيما إذا كانت هذه التقنية ستكون مفيدة كطريقة مفضلة للدراسات الوبائية لطفيليات الديدان الطفيلية للكلاب. ومع ذلك ، فإن ارتفاع معدل انتشار Ancylostoma spp. في في هذه الدراسة والكشف عن بيض T. canis يشير إلى أن طريقة التعويم البسيطة ، سواء تم إجراؤها في حقل أو بيئة معملية ، مفيدة لتقديم أدلة قد تدعم المزيد من الدراسات الوبائية واقتراح تدابير المكافحة والوقاية للحد من إصابة والبشر بهذه الديدان الخيطية.
باستخدام طريقة التعويم البسيطة ، قمنا بتحليل العوامل التي تؤثر على T. canis و Ancylostoma spp. استعادة البيض من براز. كانت نتائج T. canis متفقة مع أحدث الأبحاث التي تشير إلى أن الطفيليات أكثر انتشارا بشكل ملحوظ في المناطق المعتدلة والاستوائية. يتماشى هذا مع الدراسات السابقة التي بحثت في كيفية تأثير العوامل البيئية ، وخاصة درجة الحرارة وهطول الأمطار ، على النطاق البيئي لأنواع الطفيليات34،35،36. أظهرت النتائج الحالية أن كلا الديدان الطفيلية تصيب الذكور بنسبة أعلى بكثير. من المعقول التكهن بأن هذه النتيجة كانت لأن الذكور أقل تفاعلا من الناحية المناعية مع العدوى 37,38. يؤثر العمر على انتشار T. canis حيث كانت الجراء أكثر تأثرا بهذا الطفيل. تتوافق هذه النتيجة مع الأبحاث السابقة التي تشير إلى أن هذا الطفيل يميل إلى التأثير على الجراء إلى حد كبير ، بينما يطور البالغون مقاومة متزايدة ، مما يؤدي إلى انخفاض احتمال الإصابة 6,39. أظهرت كل من المهجنة والأصيلة انتشارا مماثلا ل Toxocara canis و Ancylostoma spp. ومع ذلك ، أظهرت الوحشية انتشارا أعلى ل Ancylostoma spp. مقارنة بالكلاب المقيمة في البيئات المنزلية. تتعارض هذه النتيجة مع التقارير السابقة التي لم تكتشف الاختلافات بين سلالات6. يمكن الاستنتاج أن التطبيقات المستقبلية لإعداد المحلول الملحي المشبع وطريقة التعويم البسيطة المستخدمة في هذا البروتوكول يمكن إجراؤها لفحوصات البراز الروتينية في ظل الظروف الميدانية أو المخبرية.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للكشف عنه.
Acknowledgments
ويعرب صاحبا البلاغ عن امتنانهما للإدارة العامة لأكاديمية الأفراد التابعة للجامعة الوطنية المستقلة في المكسيك لتوفيرها الموارد المالية من خلال منحة PAPIIT IN218720 وللدكتورة كلوديا ميندوزا لمنحها التمديد المطلوب. هذا العمل مخصص لنيكول الجميلة ، التي توفيت في عام 2019. سوف تعيش دائما في قلبي.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3 x 1.2 V AA rechargeable batteries | Energizer | Sold in retail stores | |
| Bunsen burner | Viresa | FER-M224 | |
| Disposable 12-oz glass cup | Uline Mexico | S-22275 | Sold in retail stores |
| Glass slides | Velab, Mexico | VEP-P20 | |
| Inoculating loop | VelaQuin, Mexico | CRM-5010PH | |
| Light Microscope | VelaQuin, Mexico | VE-B2 | |
| Lighter | Bic | J25 | Sold in retail stores |
| One plastic cup (12 oz) | Amazon | ASIN B08C2CRHSH | Can be any kitchen plastic reuseable cup |
| Plastic cups (size of a dice or urine sample cup) diameter 5.5 cm and height 8.5 cm, two cups | Amazon | Layhit-Containers-ZYHD192919 | Can be any kitchen plastic reuseable cup |
| Plastic strainer 10 cm | Ecko | ASIN B00TUAAVWI | Can be any kitchen plastic strainer |
| Soda bottle | Coca-Cola | 1-liter | Sold in retail stores |
| Spoon | Amazon Basics | ASIN B00TUAAVWI | Can be any kitchen spoon |
| Table salt | La Fina | Sold in retail stores |
References
- Duncan, K. T., Koons, N. R., Litherland, M. A., Little, S. E., Nagamori, Y. Prevalence of intestinal parasites in fecal samples and estimation of parasite contamination from dog parks in central Oklahoma. Veterinary Parasitology Regional Studies and Reports. 19, 100362 (2020).
- Kisiel, L. M., et al. Owned dog ecology and demography in Villa de Tezontepec, Hidalgo, Mexico. Preventive Veterinary Medicine. 135, 37-46 (2016).
- Lyons, M. A., Malhotra, R., Thompson, C. W. Investigating the free-roaming dog population and gastrointestinal parasite diversity in Tulúm, México. PLoS One. 17 (10), e0276880 (2022).
- Dantas-Torres, F., et al. TROCCAP recommendations for the diagnosis, prevention and treatment of parasitic infections in dogs and cats in the tropics. Veterinary Parasitology. 283, (2020).
- Cantó, G. J., García, M. P., García, A., Guerrero, M. J., Mosqueda, J. The prevalence and abundance of helminth parasites in stray dogs from the city of Querétaro in central Mexico. Journal Of Helminthology. 85 (3), 263-269 (2011).
- Torres-Chablé, O. M., et al. Prevalence of gastrointestinal parasites in domestic dogs in Tabasco, Southeastern Mexico. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária. 24 (4), 432-437 (2015).
- Cortez-Aguirre, G. R., Jiménez-Coello, M., Gutiérrez-Blanco, E., Ortega-Pacheco, A. Stray dog population in a city of Southern Mexico and its impact on the contamination of public areas. Veterinary Medicine International. 2018, 1-6 (2018).
- Rodríguez-Vivas, R. I., et al. An epidemiological study of intestinal parasites of dogs from Yucatán, Mexico, and their risk to public health. Vector Borne Zoonotic Diseases. 11 (8), 1141-1144 (2011).
- Maggi, R. G., Krämer, F. A review on the occurrence of companion vector-borne diseases in pet animals in Latin America. Parasites & Vectors. 12 (1), 145 (2019).
- Cruz-Vazquez, C., Castro, G., Parada, F., Ramos, P. Seasonal occurrence of Ctenocephalides felis and Ctenocephalides canis (siphonaptera:Pulicidae) infesting dogs and cats in an urban area in Cuernavaca, Mexico. Entomological Society of America. 38 (1), 111-113 (2001).
- Bolio-Gonzalez, M. E., et al. Prevalence of the Dirofilaria immitis infection in dogs from Mérida, Yucatán, Mexico. Veterinary Parasitology. 148 (2), 166-169 (2007).
- Pastor-Santiago, J. A., Flisser, A., Chávez-López, S., Guzmán-Bracho, C., Olivo-Díaz, A. American visceral leishmaniasis in Chiapas, Mexico. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 86 (1), 108-114 (2012).
- Trasviña-Muñoz, E., et al. Detection of intestinal parasites in stray dogs from a farming and cattle region of Northwestern Wexico. Pathogens. 9 (7), (2020).
- Ballweber, L. R., Beugnet, F., Marchiondo, A. A., Payne, P. A. American Association of Veterinary Parasitologists' review of veterinary fecal flotation methods and factors influencing their accuracy and use--is there really one best technique. Veterinary Parasitology. 204 (1-2), 73-80 (2014).
- Nielsen, M. K. What makes a good fecal egg count technique. Veterinary Parasitology. 296, 109509 (2021).
- Gordon, H. M., Whitlock, H. V. A new technique for counting nematode eggs in sheep faeces. Journal of the Council for Scientific and Industrial Research. 12 (1), 50-52 (1939).
- O'grady, M. R., Slocombe, J. O. D. An investigation of variables in a fecal flotation technique. Canadian Journal of Comparative Medicine. 44 (2), 148 (1980).
- ESCCAP. Worm control in dogs and cats. Guideline 01. European Scientific Counsel Companion Animal Parasites. , (2017).
- Cringoli, G., et al. Ancylostoma caninum: Calibration and comparison of diagnostic accuracy of flotation in tube, McMaster and FLOTAC in faecal samples of dogs. Experimental Parasitology. 128 (1), 32-37 (2011).
- Figueroa, C. J. A. Examen coproparasitoscópico. In: Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria, Consejo Técnico Consultivo Nacional de Sanidad Animal. AMPAVE-CONASA. , 83-105 (2015).
- Dryden, M. W., Payne, P. A., Ridley, R., Smith, V. Comparison of common fecal flotation techniques for the recovery of parasite eggs and oocysts. Veterinary Therapeutics. 6 (1), 15-28 (2005).
- Adolph, C., et al. Diagnostic strategies to reveal covert infections with intestinal helminths in dogs. Veterinary Parasitology. 247, 108-112 (2017).
- Cringoli, G., Rinaldi, L., Maurelli, M. P., Utzinger, J. FLOTAC: New multivalent techniques for qualitative and quantitative copromicroscopic diagnosis of parasites in animals and humans. Nature Protocols. 5 (3), 503-515 (2010).
- Katagiri, S., Oliveira-Sequeira, T. C. Comparison of three concentration methods for the recovery of canine intestinal parasites from stool samples. Experimental Parasitology. 126 (2), 214-216 (2010).
- Rehbein, S., Lindner, T., Visser, M., Winter, R. Evaluation of a double centrifugation technique for the detection of Anoplocephala eggs in horse faeces. Journal of Helminthology. 85 (4), 409-414 (2011).
- Liccioli, S., et al. Sensitivity of double centrifugation sugar fecal flotation for detecting intestinal helminths in coyotes (Canis latrans). Journal of Wildlife Diseases. 48 (3), 717-723 (2012).
- Rishniw, M., Liotta, J., Bellosa, M., Bowman, D., Simpson, K. W. Comparison of 4 Giardia diagnostic tests in diagnosis of naturally acquired canine chronic subclinical giardiasis. Journal of Veterinary Internal Medicine. 24 (2), 293-297 (2010).
- Barutzki, D., Schaper, R. Endoparasites in dogs and cats in Germany 1999-2002. Parasitology Research. 90, S148-S150 (2003).
- Carlin, E. P., Tyungu, D. L. Toxocara: Protecting pets and improving the lives of people. Advances in Parasitology. 109, 3-16 (2020).
- Saari, S., NaReaho, A., Nikander, S. Canine parasites and parasitic diseases. , Academic Press. (2019).
- Bowman, D. D., Montgomery, S. P., Zajac, A. M., Eberhard, M. L., Kazacos, K. R. Hookworms of dogs and cats as agents of cutaneous larva migrans. Trends in Parasitology. 26 (4), 162-167 (2010).
- Dryden, M. W., Payne, P. A., Ridley, R., Smith, V. Comparison of common fecal flotation techniques for the recovery of parasite eggs and oocysts. Veterinary Therapeutics. 6 (1), 15-28 (2005).
- Barutzki, D., Schaper, R. Results of parasitological examinations of faecal samples from cats and dogs in Germany between 2003 and 2010. Parasitology Research. 109, S45-S60 (2011).
- Novobilský, A., Novák, J., Björkman, C., Höglund, J. Impact of meteorological and environmental factors on the spatial distribution of Fasciola hepatica in beef cattle herds in Sweden. BMC Veterinary Research. 11, 128 (2015).
- Pickles, R. S., Thornton, D., Feldman, R., Marques, A., Murray, D. L. Predicting shifts in parasite distribution with climate change: A multitrophic level approach. Global Change Biology. 19 (9), 2645-2654 (2013).
- Pérez-Rodríguez, A., De La Hera, I., Fernández-González, S., Pérez-Tris, J. Global warming will reshuffle the areas of high prevalence and richness of three genera of avian blood parasites. Global Chaneg Biology. 20 (8), 2406-2416 (2014).
- Nava-Castro, K., Hernández-Bello, R., Muñiz-Hernández, S., Camacho-Arroyo, I., Morales-Montor, J. Sex steroids, immune system, and parasitic infections: Facts and hypotheses. Annals Of The New York Academy Of Sciences. 1262, 16-26 (2012).
- Morales-Montor, J., Escobedo, G., Vargas-Villavicencio, J. A., Larralde, C. The neuroimmunoendocrine network in the complex host-parasite relationship during murine cysticercosis. Current Topics in Medicinal Chemistry. 8 (5), 400-407 (2008).
- Olave-Leyva, J., et al. Prevalencia de helmintos gastrointestinales en perros procedentes del servicio de salud de Tulancingo, Hidalgo. Abanico Veterinario. 9 (1), 1-10 (2019).
