Summary

Cultura e transfezione di cellule primarie di Zebrafish

Published: August 17, 2018
doi:

Summary

Vi presentiamo un protocollo efficiente e facile da usare per la preparazione di colture cellulari primarie di embrioni di zebrafish per la transfezione e live cell imaging nonché un protocollo per preparare cellule primarie dal cervello di zebrafish adulto.

Abstract

Embrioni di zebrafish sono trasparenti e sviluppano rapidamente di fuori della madre, consentendo in tal modo eccellente in vivo imaging dei processi biologici dinamici in un vertebrato intatto e in via di sviluppo. Tuttavia, le immagini dettagliate delle morfologie di tipi distinti delle cellule e strutture subcellulari sono limitato in tutto monta. Quindi, abbiamo stabilito un protocollo efficiente e facile da usare per coltura primaria di cellule vive da embrioni di zebrafish e tessuto adulto.

In breve, di 2 embrioni di zebrafish dpf sono dechorionated, deyolked, sterilizzato e dissociato di singole cellule con collagenasi. Dopo una fase di filtrazione, cellule primarie sono piastrate su piatti di vetro inferiore e coltivate per diversi giorni. Colture fresche, per quanto a lungo termine differenziata quelli, possono essere utilizzati per studi di imaging confocale ad alta risoluzione. La cultura contiene diversi tipi di cellule, con miociti striati e neuroni essendo prominente sul rivestimento di poli-L-lisina. A label specificamente le strutture subcellulari di proteine marker fluorescente, abbiamo anche stabilito un protocollo di elettroporazione che permette la transfezione del DNA del plasmide in tipi differenti delle cellule, compresi i neuroni. Così, in presenza di operatore stimoli definiti, comportamento delle cellule complesse e dinamiche intracellulare delle cellule zebrafish primario può essere valutata con elevata risoluzione spaziale e temporale. Inoltre, utilizzando il cervello adulto zebrafish, dimostriamo che la tecnica descritta dissociazione, come pure le condizioni di coltura di base, funzionano anche per il tessuto di zebrafish adulto.

Introduction

Il pesce zebra (Danio rerio, d. rerio) è un modello popolare vertebrato per numerosi campi della ricerca biomedica di base1. Embrioni di zebrafish ex uterosi sviluppano rapidamente, sono trasparenti e si adattano al microscopio, fornendo così eccellenti prerequisiti per lo studio di sviluppo vertebrato in un organismo vivente. A causa della genetica trattabilità di zebrafish2, molte linee di reporter transgenici stabile con espressione di tipo specifico delle cellule di vari marcatori fluorescenti sono state stabilite consentendo l’osservazione di popolazioni cellulari specifici. La comunità di zebrafish offre un’ampia varietà di cosiddette linee Gal4-driver che trasportano un transgene esprimendo il Kal4TA4 sintetico (o il GalFF di KalTA3-equivalente) gene con il dominio di legame del DNA, Gal4 di lievito fusa per attivazione trascrizionale virale domini sotto il controllo di rinforzatori di tipo specifico di cellule. Queste linee di driver sono incrociate alle linee dell’effettore che trasportano transgeni che consiste di una sequenza d’attivazione a Monte definita (UAS) fusa a un gene reporter. La proteina Kal4TA4 si lega all’elemento UAS, attivando così l’espressione di tipo selettivo delle cellule del reporter gene3,4. Questo approccio consente studi altamente diversificati combinatoriali di quasi tutti gli elementi disponibili enhancer e reporter in animali transgenici doppio.

Tuttavia, approfondita formazione immagine dal vivo con focus su singole celle o del loro contenuto subcellulare è limitata in un embrione intero e in costante evoluzione. Per rispondere a domande biologiche cellulari specifici con risoluzione più alta, l’uso di colture cellulari è spesso preferibile. Alcune linee di cellule di zebrafish esistono, ma sono considerati come fortemente selezionato5,6,7 e la loro propagazione è spesso richiede molto tempo. Inoltre, tutte le linee cellulari disponibili sono dei fibroblasti derivati, limitando esperimenti utilizzando colture cellulari per un tipo di cellule. Quindi, abbiamo stabilito un protocollo sia efficiente e facile da usare per preparare cellule primarie direttamente da embrioni di zebrafish e cervello di zebrafish adulto, insieme ad approcci per aumentare la longevità della cultura e di ampliare la diversità di coltivato tipi di cellule. Inoltre, presentiamo una procedura per transfect cellule embrionali primari con costrutti di espressione per i marcatori fluorescenti organello. Così, cellulari morfologie e strutture subcellulari possono essere analizzati con elevata risoluzione spaziale e temporale in tipi distinti delle cellule che mantengono le loro caratteristiche chiave.

Protocol

Tutto il lavoro animale descritto qui è secondo disposizioni di legge (EU-Direttiva 2010/63). Manutenzione e gestione di pesce è stato approvato dalle autorità locali e dal benessere animale rappresentanza l’Università tecnica di Braunschweig, Bassa Sassonia stato ufficio della protezione dei consumatori e sicurezza alimentare (LAVES, Oldenburg, Germania; AZ. § 4 (02.05) TSchB TU BS). 1. preparazione di cellule primarie da embrioni di Zebrafish Preparazione di 2 giorni d…

Representative Results

Figura 1 Mostra un’immagine di luce trasmessa di una cultura tipica derivata da embrioni di tipo selvaggio con miociti striati e mazzi delle cellule del neurone-come essere più abbondante. Per identificare più facilmente alcuni tipi di cellule, una linea transgenica con espressione di tipo specifico delle cellule di una proteina fluorescente può essere utilizzato (Figura 1 H). <p class="jove_content" fo:keep-together.withi…

Discussion

Qui, presentiamo due differenti protocolli di cellule di coltura primaria da 2 embrioni di zebrafish dpf o cervello adulto zebrafish.

La preparazione di colture cellulari primarie da 2 dpf zebrafish è relativamente facile da eseguire per qualcuno con esperienza in tecniche di coltura cellulare di base. Tuttavia, per ottenere risultati buoni e riproducibili, è cruciale un numero sufficiente di embrioni come materiale di partenza (100 è il minimo). Durante la raccolta degli embrioni, tutte le…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ringraziamo T. Fritsch, A. Wolf-Asseburg, I. Linde e S.-M. Tokarski per eccellente cura degli animali e supporto tecnico. Siamo grati a tutti i membri del laboratorio Köster per discussioni intense e utili. Noi riconosciamo con gratitudine il finanziamento da parte del Deutsche Forschungsgemeinschaft (KO 1949/5-1) e lo stato federale della Bassa Sassonia, Niedersächsisches Vorab (VWZN2889).

Materials

Fish lines
AB (wild-type) established by Streisinger and colleagues, available from the Zebrafish International Resource Center (ZIRC)
Tg(ptf1a:eGFP)jh1 stable transgenic line in which the enhancer of the zebrafish gene ptf1a drives expression of the fluorescent protein EGFP (Parsons et al., 2007)
Tg(XITubb:DsRed)zf148 stable transgenic line in which the Xenopus neural-specific beta tubulin promoter drives expression of the fluorescent protein DsRed  (Peri and Nüsslein-Volhard, 2008)
Name Company Catalog Number Comments
Equipment
centrifuge Eppendorf model 5804 R
ChemiDoc MP imaging system BioRad model XRS+, used to acquire black-and-white images of Petri dishes containing 1 da embryos
confocal laser scanning microscope Leica microsystems model SP8, equipped with 28 °C temperature box and a 63 x objective
epifluorescent microscope Leica microsystems model DM5500B, equipped with 28 °C temperature box and a 40 x objective
Gene Pulser Xcell with capacitance extender BioRad 1652661 electroporation device
Horizontal shaker GFL model 3011
incubator for cell culture (28 °C) Memmert model incubator I
incubator for embryos (28 °C) Heraeus type B6120
light microscope Zeiss model TELAVAL 31
micro pipettes Gilson
sterile work bench Bio Base with laminar flow and UV light
tweezers Dumont Style 5, Inox
vertical tube rotator Labinco B.V. model LD-79
Name Company Catalog Number Comments
Software
Image Lab Software BioRad for the ChemiDoc MP imaging system from BioRad
ImageJ National Institutes of Health used for counting 1 dpf embryos by applying the Count particles-tool to the respective black-and-white images; Rasband, W.S., ImageJ, U. S. National Institutes of Health, Bethesda, Maryland, USA, https://imagej.nih.gov/ij/. (1997-2016).
LAS X Leica Microsystems for both confocal and epifluorescent microscopes from Leica Microsystems
Name Company Catalog Number Comments
Plasmids
pCS-DCX-tdTomato Köster Lab # 1599 based on the backbone pCS2+ (Rupp et al., 1994)
pCS-eGFP Köster Lab # 7 based on the backbone pCS2+ (Rupp et al., 1994)
pCS-H2B-mseCFP Köster Lab # 2379 based on the backbone pCS2+ (Rupp et al., 1994)
pCS-mClover Köster Lab # 3865 based on the backbone pCS2+ (Rupp et al., 1994)
pCS-MitoTag-YFP Köster Lab # 2199 based on the backbone pCS2+ (Rupp et al., 1994)
pCS-ss-RFP-KDEL Köster Lab # 4330 based on the backbone pCS2+ (Rupp et al., 1994)
pCS-VAMP1-mCitrine Köster Lab # 2291 based on the backbone pCS2+ (Rupp et al., 1994)
pSK-UAS:mCherry Köster Lab # 1062 based on the pBluescript-backbone of Stratagene
Plasmid numbers refer to the database entries of the Köster lab. Plasmids are available upon request.
Name Company Catalog Number Comments
Plastic and glass ware
BD Falcon Cell Strainer (40 µm) FALCON REF 352340 distributed by BD Bioscience, used as “landing net” to dip deyolked embryos into ethanol and to transfer them quickly to fresh cell culture medium
1.5 mL reaction tubes Sarstedt 72690550
24-well plate Sarstedt 83.3922
50 mL falconic tube Sarstedt 62.547.004
96-well plate Sarstedt 83.3924.005
EasyStrainer (40 µm) Greiner Bio-One 542 040 with venting slots; used to filter cells after collagenase-mediated dissociation
electroporation cuvette (0.4 cm) Kisker 4905022
glass coverslips Heinz Herenz Medizinalbedarf GmbH 1051201
Microscope slides Thermo Fisher Scientific (Menzel Gläser) 631-0845
Neubauer chamber Henneberg-Sander GmbH 9020-01
Pasteur pipettes (plastic; 3 mL) A. Hartenstein PP05
Petri dishes (plastic; diameter 10 cm) Sarstedt 821473 for zebrafish embryos
pipette tips Sarstedt Blue (1000 µl): 70762; Yellow (200 µl): 70760002; White (10 µL): 701116
sterile cell culture dishes (plastic; diameter 3 cm) TPP Techno Plastic Products AG 93040
sterile cell culture dishes (plastic; diameter 6 cm) Sarstedt 72690550
sterile Petri dishes (plastic; diameter 10 cm) Sarstedt 83.3902 for brain dissection
Name Company Catalog Number Comments
Chemicals and Reagents
sodium chloride Roth 0601.1
4 % paraformaldehyde in 1 x PBS Sigma-Aldrich 16005
4',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) Thermo Fisher Scientific D1306
calcium nitrate tetrahydrate Sigma-Aldrich C1396
ethanol p.a. 100% Sigma-Aldrich 46139
goat α-mouse IgG (Fc specific) FITC conjugated Thermo Fisher Scientific 31547
HEPES Roth 9105.4
high vacuum grease DOW CORNING 3826-50 silicon grease used for self-made glass bottom dishes
magnesium sulfate heptahydrate Merck 105886
methylene blue Serva 29198.01
Monoclonal Anti-Tubulin, Acetylated antibody Sigma-Aldrich T6793
Aqua-Poly/Mount (mounting medium) Polyscience 18606
poly-L-lysine Biochrom L 7240
potasssion chloride Merck 104938
Skim milk Roth 68514-61-4
Texas Red-X Phalloidin Thermo Fisher Scientific T7471
Tricaine Sigma-Aldrich E10521 Synonym: Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate
Triton X-100 BioRad 1610407
Trypan Blue Gibco by Life Technologies 15250061
Name Company Catalog Number Comments
Enzymes
collagenase (Type 2) Thermo Fisher Scientific 17101015 dissolve powder in cell culture medium (8 mg/mL) and sterile-filter the solution, store aliquots at -20 °C
pronase (from Streptomyces griseus) Roche 11459643001 distributed by Sigma-Aldrich, dissolve in 30% Danieau (10 mg/mL) and store aliquots at -20 °C
Name Company Catalog Number Comments
Medium and solutions for cell culture
1 x PBS (Dulbecco's Phosphate Buffered Saline) Gibco by Life Technologies 14190-169 distributed by Thermo Fisher Scientific
CO2-independent medium Gibco by Life Technologies 18045054 distributed by Thermo Fisher Scientific
filtrated bovine serum (FBS) PAN-Biotech individual batch
glutamine 100 x Gibco by Life Technologies 25030081 distributed by Thermo Fisher Scientific
Leibovitz's L-15 medium Gibco by Life Technologies 11415049 distributed by Thermo Fisher Scientific
PenStrep (10,000 units/mL) Gibco by Life Technologies 15140148 distributed by Thermo Fisher Scientific

Referências

  1. Ablain, J., Zon, L. I. Of fish and men: using zebrafish to fight human diseases. Trends in Cell Biology. 23, 584-586 (2013).
  2. Sassen, W. A., Köster, R. A molecular toolbox for genetic manipulation of zebrafish. Advances in Genomics and Genetics. , 151 (2015).
  3. Scheer, N., Campos-Ortega, J. A. Use of the Gal4-UAS technique for targeted gene expression in the zebrafish. Mechanisms of Development. 80, 153-158 (1999).
  4. Köster, R. W., Fraser, S. E. Tracing transgene expression in living zebrafish embryos. Biologia do Desenvolvimento. 233, 329-346 (2001).
  5. Driever, W., Rangini, Z. Characterization of a cell line derived from zebrafish (Brachydanio rerio) embryos. In Vitro Cellular & Developmental Biology – Animal. 29A, 749-754 (1993).
  6. Badakov, R., Jaźwińska, A. Efficient transfection of primary zebrafish fibroblasts by nucleofection. Cytotechnology. 51, 105-110 (2006).
  7. Senghaas, N., Köster, R. W. Culturing and transfecting zebrafish PAC2 fibroblast cells. Cold Spring Harbor Protocols. , (2009).
  8. Westerfield, M. . The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio). , (2007).
  9. Basic methods in cellular and molecular biology. Using a hemacytometer to count cells. Journal of Visualized Experiments Available from: https://www.jove.com/science-education/5048/using-a-hemacytometer-to-count-cells (2017)
  10. Rupp, R. A., Snider, L., Weintraub, H. Xenopus embryos regulate the nuclear localization of XMyoD. Genes & Development. 8, 1311-1323 (1994).
  11. Piperno, G., Fuller, M. T. Monoclonal antibodies specific for an acetylated form of alpha-tubulin recognize the antigen in cilia and flagella from a variety of organisms. Journal of Cell Biology. 101 (6), 2085-2094 (1985).
  12. Barden, J. A., Miki, M., Hambly, B. D., Dos Remedios, C. G. Localization of the phalloidin and nucleotide-binding sites on actin. European Journal of Biochemistry. 162 (3), 583-588 (1987).
  13. Kapuscinski, J. DAPI: a DNA-specific fluorescent probe. Biotechnic & Histochemistry. 70 (5), 220-233 (1995).
  14. Gupta, T., Mullins, M. C. Dissection of organs from the adult zebrafish. Journal of Visualized Experiments. 37, E1717 (2010).
  15. Chalfie, M., Tu, Y., Euskirchen, G., Ward, W. W., Prasher, D. C. Green fluorescent protein as a marker for gene expression. Science. 263, 802-805 (1994).
  16. Stornaiuolo, M. KDEL and KKXX retrieval signals appended to the same reporter protein determine different trafficking between endoplasmic reticulum, intermediate compartment, and Golgi complex. Molecular Biology of the Cell. 14, 889-902 (2003).
  17. Lithgow, T. Targeting of proteins to mitochondria. FEBS Letters. 476, 22-26 (2000).
  18. Nagai, T., Ibata, K., Park, E. S., Kubota, M., Mikoshiba, K., Miyawaki, A. A variant of yellow fluorescent protein with fast and efficient maturation for cell-biological applications. Nature Biotechnology. 20, 87-90 (2002).
  19. Sassen, W. A., Lehne, F., Russo, G., Wargenau, S., Dübel, S., Köster, R. W. Embryonic zebrafish primary cell culture for transfection and live cellular and subcellular imaging. Biologia do Desenvolvimento. 430, 18-31 (2017).
  20. Horesh, D., et al. Doublecortin, a stabilizer of microtubules. Human Molecular Genetics. 8, 1599-1610 (1999).
  21. Shaner, N. C., Campbell, R. E., Steinbach, P. A., Giepmans, B. N. G., Palmer, A. E., Tsien, R. Y. Improved monomeric red, orange and yellow fluorescent proteins derived from Discosoma sp. red fluorescent protein. Nature Biotechnology. 22, 1567-1572 (2004).
  22. Distel, M., Hocking, J. C., Volkmann, K., Köster, R. W. The centrosome neither persistently leads migration nor determines the site of axonogenesis in migrating neurons in vivo. Journal of Cell Biology. 191, 875-890 (2010).
  23. Matsuda, T., Miyawaki, A., Nagai, T. Direct measurement of protein dynamics inside cells using a rationally designed photoconvertible protein. Nature Methods. 5, 339-345 (2008).
  24. Archer, B. T., Ozçelik, T., Jahn, R., Francke, U., Südhof, T. C. Structures and chromosomal localizations of two human genes encoding synaptobrevins 1 and 2. Journal of Biological Chemistry. 265, 17267-17273 (1990).
  25. Griesbeck, O., Baird, G. S., Campbell, R. E., Zacharias, D. A., Tsien, R. Y. Reducing the environmental sensitivity of yellow fluorescent protein. Mechanism and applications. Journal of Biological Chemistry. 276, 29188-29194 (2001).
  26. Shaner, N. C., et al. A bright monomeric green fluorescent protein derived from Branchiostoma lanceolatum. Nature Methods. 10, 407-409 (2013).
  27. Campbell, R. E., et al. A monomeric red fluorescent protein. Procedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99, 7877-7882 (2002).
  28. Peri, F., Nüsslein-Volhard, C. Live imaging of neuronal degradation by microglia reveals a role for v0-ATPase a1 in phagosomal fusion in vivo. Cell. 133, 916-927 (2008).
  29. Godinho, L., et al. Targeting of amacrine cell neurites to appropriate synaptic laminae in the developing zebrafish retina. Development. 132, 5069-5079 (2005).
  30. Jusuf, P. R., Harris, W. A. Ptf1a is expressed transiently in all types of amacrine cells in the embryonic zebrafish retina. Neural Development. 4, 34 (2009).
  31. Kani, S., et al. Proneural gene-linked neurogenesis in zebrafish cerebellum. Biologia do Desenvolvimento. 343, 1-17 (2010).
  32. Distel, M., Wullimann, M. F., Köster, R. W. Optimized Gal4 genetics for permanent gene expression mapping in zebrafish. Procedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106, 13365-13370 (2009).
  33. Choorapoikayil, S., Overvoorde, J., den Hertog, J. Deriving cell lines from zebrafish embryos and tumors. Zebrafish. 10, 316-332 (2013).

Play Video

Citar este artigo
Russo, G., Lehne, F., Pose Méndez, S. M., Dübel, S., Köster, R. W., Sassen, W. A. Culture and Transfection of Zebrafish Primary Cells. J. Vis. Exp. (138), e57872, doi:10.3791/57872 (2018).

View Video