Summary
Hier presenteren we een protocol voor het creëren van een doosholtedefect in femurdiafyseweefsel van ratten. Dit model kan de prestaties van biomaterialen onder biomechanische stress beoordelen en mechanismen van botregeneratie onderzoeken die verband houden met intramembraneuze osteogenese.
Abstract
Ernstige botdefecten of complexe fracturen kunnen leiden tot ernstige complicaties zoals non-union of onvoldoende botgenezing. Tissue engineering, waarbij cellen, steigers en cytokines worden toegepast, wordt beschouwd als een veelbelovende oplossing voor botregeneratie. Bijgevolg spelen verschillende diermodellen die botdefecten simuleren een cruciale rol bij het onderzoeken van het therapeutisch potentieel van weefselmanipulatie voor botgenezing. In deze studie hebben we een doosvormig corticaal botdefectmodel opgesteld in het midden van het dijbeen van ratten, dat zou kunnen dienen als een ideaal model voor het beoordelen van de functie van biomaterialen bij het bevorderen van botgenezing. Dit doosvormige corticale botdefect werd geboord met behulp van een oraal handstuk met lage snelheid en gevormd door een draaibanknaald. Er werd onmiddellijk een postoperatieve micro-CT-analyse uitgevoerd om de succesvolle vaststelling van het corticale botdefect in de doosholte te bevestigen. De dijbenen aan de geopereerde kant van de ratten werden vervolgens op meerdere tijdstippen na de operatie geoogst (0 dagen, 2 weken, 4 weken en 6 weken). Het genezingsproces van het defectgebied van elk monster werd geëvalueerd met behulp van micro-CT, hematoxyline en eosine (H&E) kleuring en Masson trichrome kleuring. Deze resultaten toonden een genezingspatroon aan dat consistent was met intramembraneuze ossificatie, waarbij de genezing in wezen voltooid was na 6 weken. De categorisering van het genezingsproces van dit diermodel biedt een effectieve in vivo methode voor het onderzoeken van nieuwe biomaterialen en geneesmiddelen die gericht zijn op intramembraneuze ossificatie tijdens de genezing van botweefseldefecten.
Introduction
Gebroken en defect bot is vaak het gevolg van trauma, tumoren, ontstekingen en aangeboren misvormingen 1,2. Hoewel botweefsel bij jonge gezonde personen doorgaans robuuste regeneratieve vermogens bezit3, kunnen defecten die een kritieke grootte overschrijden of genezingsbelemmeringen als gevolg van systemische ziekten (bijv. diabetes, osteoporose en infecties) nog steeds leiden tot complicaties zoals botdiscontinuïteit of verminderde genezing4. Om deze klinische uitdaging aan te pakken, worden bottransplantatie of biomaterialen vaak gebruikt om ernstig defect bot te vervangen of om grote botsegmenten te reconstrueren. Deze behandelingen hebben echter beperkingen. Hoewel autologe bottransplantatie bijvoorbeeld als de gouden standaard wordt beschouwd, heeft het te lijden onder een beperkt donoraanbod en mogelijke complicaties op de donorplaats 5,6. Allografts brengen ook bepaalde risico's met zich mee, zoals immuungemedieerde afstoting, mogelijke overdracht van ziekten en negatieve effecten op de biomechanische en biologische eigenschappen van het transplantaat7.
De afgelopen jaren is er een golf van onderzoek geweest dat zich richt op genezingsmechanismen voor botdefecten. Het gebruik van alternatieve biomaterialen en de vooruitgang in weefselmanipulatie zijn naar voren gekomen als prominente onderwerpen binnen het domein van botregeneratie8. Voordat deze biomaterialen kunnen worden toegepast op menselijke therapie, moeten ze in vitro en in vivo worden getest om hun werkzaamheid en veiligheid te garanderen. De verminderde complexiteit van in-vitro-omgevingen en de afwezigheid van immuun- en ontstekingsreacties beperken echter de evaluatie van verschillende biomaterialen in vitro. Bijgevolg is het nodig om diermodellen op te stellen voor verschillende soortenbotweefseldefecten 9. Diermodellen maken de evaluatie van biomaterialen onder verschillende belastingsomstandigheden mogelijk, vergemakkelijken het begrip van soortspecifieke botkenmerken en geven inzicht in de overeenkomst tussen diermodellen en klinische situaties bij de mens. Deze voordelen zijn essentieel voor het bestuderen van bot-steigerinteracties en het vertalen van onderzoeksresultaten naar de klinische praktijk 9,10.
Momenteel worden diermodellen met mechanische botdefecten veel gebruikt om de prestaties van biomaterialen te valideren, waarbij schedelbotdefectmodellen en segmentale botdefectmodellen de meest toegepaste methoden zijn. Segmentale botdefectmodellen, vaak gebruikt om ernstig lang bot- of tibiaal trauma na te bootsen dat eindigt in botnonunion, zijn voordelig vanwege hun uniforme afmetingen en gedefinieerde anatomische posities, waardoor radiologische of histologische evaluaties van nieuwe botvorming en revascularisatie worden vereenvoudigd. Deze modellen vereisen echter metalen implantaten om bilaterale fractuursegmenten te stabiliseren en vereisen een complex genezingsproces met zowel endochondrale als intramembraneuze ossificatie12. Aan de andere kant zijn calvariale botdefectmodellen een primair screeningsinstrument geworden voor het evalueren van biomaterialen vanwege hun gestandaardiseerde defectdiameters, gemakkelijke chirurgische toegang en de ondersteunende functie van dura mater en zachtweefsel13. Hoewel ze veel worden gebruikt voor het modelleren van intramembraneuze botvorming in klinisch relevante scenario's, zijn ze ongeschikt voor het evalueren van botgenezing onder biomechanische belastingsomstandigheden vanwege hun niet-dragende aard tijdens het genezingsproces14.
Om deze beperkingen aan te pakken, hebben we een doosholte corticaal botdefectmodel opgesteld in het femurdiafyseweefsel van ratten. Met behulp van micro-computertomografie (CT), driedimensionale (3D) reconstructie en histopathologische kleuring (hematoxyline en eosine [HE] en Masson), analyseerden we het genezingsproces van dit model onder hemostase-omstandigheden. We streven ernaar om nieuwe inzichten te bieden voor het evalueren van de prestaties van biomaterialen onder biomechanische belastingsomstandigheden en voor het bestuderen van de bio-engineering en het mechanisme van botregeneratie ten opzichte van intramembraneuze ossificatie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dierproeven in deze studie zijn beoordeeld en goedgekeurd door de Ethische Commissie van de West China School of Stomatology, Sichuan University (WCHSIRB-D-2021-597). Sprague-Dawley-ratten (mannetje, lichaamsgewicht 300 g) werden gebruikt voor de huidige studie.
1. Preoperatieve voorbereiding
- Voorbereiding van het instrument
- Raadpleeg afbeelding 1A voor de chirurgische instrumenten die in dit onderzoek zijn gebruikt: elektrisch scheerapparaat, weefselschaar, oogheelkundige schaar, oogheelkundige pincet, wegwerpscalpel, periostale scheider, oraal handstuk met lage snelheid, orale sonde, wegwerpirrigatiestofzuiger, naaldhouder, 3.0-hechtdraad.
- Bereid een orale sonde voor en markeer het grote gebogen uiteinde van de sonde met een markeerstift volgens de diameter van het defect (Figuur 1B). Gebruik dit om de grootte van het defect tijdens de operatie te bepalen.
- Steriliseer alle chirurgische materialen en instrumenten die worden gebruikt om de procedure uit te voeren voor gebruik. Verpak de gewenste materialen in een gevouwen doek of inpakpapier en sluit ze af met autoclaaftape voor stoomsterilisatie (125-135°C gedurende 20-25 min).
- Voorbereiding van het operatiegebied: Desinfecteer de operatietafel en de omgeving rond de tafel door te spuiten met 75% alcohol. Creëer een steriele ruimte van ongeveer 60 cm x 90 cm met geautoclaveerde gordijnen op de operatietafel.
- Voorbereiding op anesthesie
- Verdoof de ratten intraperitoneaal met 10% ketaminehydrochloride (50-100 mg/kg) en 2% xylazine 2 mg/kg). Gebruik subcutane injectie van carprofen (5 mg/kg) voor preoperatieve en intraoperatieve analgesie. Onderzoek de diepte van de anesthesie door middel van een teenknijptest. Breng na verdoving steriele oogzalf aan op de ogen om droge ogen en hoornvliesbeschadiging te voorkomen.
2. Chirurgische ingreep
- Leg de rat in een zijligging op de steriele operatietafel en verwijder de haren van de onderste ledematen met een elektrisch scheerapparaat.
- Gebruik 5% jodoforoplossing en 75% alcohol om het huidweefsel in het operatiegebied te desinfecteren.
- Lokaliseer het proximale en distale dijbeen en maak een incisie van 2,5 cm langs de lange as van het dijbeen om door het huidweefsel van de rat te snijden.
- Scheid de huidlaag van de fascia met een oogheelkundige pincet en een weefselschaar en leg de laterale benadering van het dijbeen bloot via de biceps femoris en de laterale femurspieren.
- Lokaliseer de kruising van de twee spiersepta (een witte weefsellijn) en scheid deze voorzichtig met een wegwerpchirurgisch mes langs de spierrand totdat het dijbeenoppervlak is bereikt.
OPMERKING: Wanneer u een wegwerpmes gebruikt om de spier te scheiden, is het belangrijk om langs het spierseptum te scheiden en voorzichtig te zijn met het veroorzaken van vasculair letsel in het zachte weefsel. Beginners en mensen die niet bekend zijn met de anatomie moeten een oogheelkundige tang en periostale scheiders gebruiken bij een stompe dissectie tussen de twee spiermassa's.
- Breng een periostale scheider aan om de spieren van het dijbeenoppervlak botweg te scheiden en het midden van de dijbeendiafyse bloot te leggen.
- Gebruik een steriele markeerstift om het gebied van de defecte plaats op het middenoppervlak van de femurdiafyse te markeren, gelegen aan de bovenkant van de laterale 1/3 schuine kam van de femurkop.
- Gebruik het orale handstuk met lage snelheid en een slow-motion kogelboor met een diameter van 1.2 mm om een klein gaatje loodrecht op het botoppervlak op de gemarkeerde plaats te boren, waarbij het botvlies en de botcortex worden vernietigd met een diepte die diep genoeg is om de beenmergholte te bereiken. Vergroot op dit boordiepteniveau de grootte van het gat evenwijdig aan deze diepte in alle richtingen en trim om een doosholtevorm te bereiken.
- Gebruik een gelabelde orale sonde evenwijdig aan de rand van het defect om de diameter en morfologie van het defect tijdens en na de bereiding te bepalen.
- Sluit de spier- en huidlagen met respectievelijk 3-0 monofilament resorbeerbare hechtingen en desinfecteer het operatiegebied met 5% jodofoor van binnenuit.
3. Postoperatieve zorg
- Na de operatie carprofen (5 mg/kg) subcutaan toedienen en de rat op een verwarmingskussen met constante temperatuur leggen tot herstel van de anesthesie. Wanneer de rat weer bij bewustzijn komt, verplaats je hem voorzichtig naar een kooi met droog, geautoclaveerd beddengoed.
- Ga door met analgesie gedurende 24 uur en postoperatieve monitoring gedurende 1 week na de operatie.
4. Monsterverzameling en -analyse
- Euthanaseer de rat op humane wijze na een operatie door pentobarbital-natrium 100-200 mg/kg intraperitoneaal te injecteren. Scheid voorzichtig het spier- en fasciale weefsel op het oppervlak van het dijbeen en verwijder het dijbeen aan de geopereerde zijde volledig. Verzamel monsters op 0 dagen (figuur 2A, B), 2 weken, 4 weken en 6 weken postoperatief.
- Fixeer de femurmonsters gedurende 24 uur in 4% paraformaldehyde. Analyseer de structuur van de femora met behulp van microcomputertomografie. Stel de scanparameters als volgt in: Potentiaal röntgenbuis, 70 kVp; filter, AL 0,5 mm; Röntgenintensiteit, 0,2 mA; voxelgrootte, 17 μm; en integratietijd, 1 × 300 ms. Reconstrueer 3D-modelafbeeldingen met behulp van bitmapgegevens.
- Ontkalk de monsters gedurende 8 weken in 10% EDTA voordat de femurmonsters worden gedehydrateerd in een gesorteerde reeks ethanolverdunningen. Sluit de monsters vervolgens in paraffinewas15 in.
- Snijd de ingebedde monsters in paraffinesecties van 5 μm vanuit het sagittale vlak.
- Vleksecties met zowel een hematoxyline en eosine (H&E) kleuringskit als een Masson kleuringsset. Observeer de genezing van het defecte gebied door histopathologie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
In dit protocol stellen we met succes een model voor femurholtedefecten bij ratten vast met afmetingen van 4,5 mm x 1,5 mm door te boren. Om het genezingsproces te analyseren, verzamelden we het dijbeenweefsel aan de geopereerde zijde 0 dagen, 2 weken, 4 weken en 6 weken na de operatie, de belangrijkste tijdstippen van endochondrale ossificatie, intramembraneuze verbening en botremodellering tijdens het genezingsproces van femurtrauma bij ratten2. Op postoperatieve dag 0 toonde reconstructie van het 3D-model uit micro-CT-bitmapgegevens aan dat we met succes een doosholtedefect in het dijbeen hadden gemodelleerd met een afmeting van 4,5 mm x 1,5 mm diep tot aan de mergholte (Figuur 3A). Resultaten van micro-CT toonden gemineraliseerde trabeculaire botvorming in de interstitiële ruimte van het corticale botdefect 2 weken na het maken van het model (Figuur 3B). Het oppervlak van het nieuwe botweefsel in het defectgebied vertoonde volwassen, dicht corticaal bot en trabeculair botweefsel was 4 weken na de operatie nog steeds zichtbaar aan de medullaire zijde (figuur 3C). Na 6 weken bestond het defectgebied bijna uit volwassen, dicht corticaal bot, met slechts een kleine hoeveelheid trabeculair botweefsel dat overbleef in de buurt van de medullaire zijde, wat aangeeft dat het defectgebied in feite was genezen (Figuur 3D).
We analyseren ook de verzamelde preparaten op basis van H&E-kleuring en Masson trichrome-kleuring (Figuur 4). De resultaten toonden aan dat 2 weken na de operatie naïef trabeculair botweefsel werd gevormd in het defectgebied en dat het periosteum rond het defectgebied verdikt was en verbonden was met het pasgeboren trabeculaire botweefsel in het defectgebied (Figuur 4A,A',B,B'). 4 weken na het ontstaan van het defect werd dicht corticaal botweefsel gevormd op het oppervlak van het defectgebied en verbonden met het corticale bot aan beide zijden van het defect; trabeculair botweefsel werd zwaar geresorbeerd aan de medullaire zijde (Figuur 4C,C',D,D'). Volwassen corticaal botweefsel werd gevormd in het defectgebied en het trabeculaire botweefsel aan de medullaire zijde werd 6 weken na de operatie bijna volledig geresorbeerd (figuur 4E,E',F,F'), wat aangeeft dat het genezingsproces van het defect bijna voltooid was.
Figuur 1: Instrumenten die nodig zijn voor het ontstaan van defecten. (A) Chirurgische instrumenten. (1) Elektrisch scheerapparaat; (2) Oogheelkundige pincet; (3) Oogheelkundige schaar; (4) Wegwerp scalpel; (5) Periostaal scheidingsteken; (6) Oraal handstuk met lage snelheid; (7) Gewijzigde orale sonde; (8) Wegwerp irrigatie vacuüm; (9) Naald houder; (10) Weefselschaar; (11) 3.0 hechtdraad. (B) Orale sondes gelabeld met de afmetingen van de defectdiameter. Het grote gebogen uiteinde van de steriele orale wegwerpsonde werd gemarkeerd met een schaal van 1,5 mm en 4,5 mm voor intraoperatieve meting van de diameter van het defectgebied. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Morfologie van het defect in de doosholte (dag 0). (A,B) Meting van monsters na de operatie op dag 0 met behulp van een gemodificeerde orale sonde die werd gebruikt om het defect in de doosholte te creëren (4,5 mm x 1,2 mm). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Micro-CT-analyse van het genezingsproces van het defecte gebied. 3D-gereconstrueerde beelden van het defectgebied op 0 dagen, 14 dagen, 28 dagen en 42 dagen na de operatie. (A) Langsvlak . (B-D) Longitudinale (linkerpaneel), sagittale (midden) en dwarsdoorsnede (rechterpaneel) micro-CT-beelden van genezing van het defecte gebied na 14 dagen, 28 dagen en 42 dagen. Het gele gestippelde vak in A, B, C en D geeft het defectgebied weer. De gele stippellijn geeft de randen van het defect weer en de gele pijl vertegenwoordigt het nieuwe botweefsel in het defectgebied. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4. Histopathologische resultaten. (A-F) H&E en Masson kleuring van het defecte gebied na 14 dagen, 28 dagen en 42 dagen. (A'-F') De ingezoomde beelden van de zwarte rechthoekige vakken, weergegeven in A-F. Trabeculair gemineraliseerd botweefsel werd 14 dagen na de operatie gevormd in het defectgebied; corticaal botweefsel werd gevormd op het oppervlak van het defectgebied en verbonden met beide uiteinden van het defectgebied 28 dagen na de operatie; 42 dagen na de operatie werd volwassen corticaal botweefsel gevormd in het defectgebied en de genezing was in principe voltooid. De blauwe stippellijn geeft de rand van het defect aan; Het gebied omcirkeld door de rode stippellijn is het nieuwe botweefsel in het defecte gebied; de zwarte pijl is het verdikte periosteum; de gele driehoek is het oude corticale bot; De Groene Pijl is het nieuwe trabeculaire-achtige botweefsel; De zwarte en de gele sterren zijn het nieuwe corticale botweefsel; En de rode pijl is het nieuwe periosteum. Schaal balken: 500 μm (A-F), 200 μm (A'-F'). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Preklinische diermodellen zijn van vitaal belang voor het onderzoeken van botgenezing en de invloed van biomaterialen op botregeneratie. Dit protocol illustreert een femurdoos-holtedefectmodel dat het intramembraneuze botvormingsproces repliceert dat gepaard gaat met klinische botregeneratie. Het defectgebied werd intraoperatief gestandaardiseerd met behulp van een vooraf gemarkeerde orale sonde. Micro-CT en histopathologische kleuringsresultaten toonden progressieve genezing gedurende 6 weken, met verdikt periosteum en nieuwe trabeculaire botvorming, gevolgd door dichte corticale botvorming. Er werd geen kraakbeenweefsel waargenomen tijdens het genezingsproces, wat wijst op intramembraneuze osteogenese. Deze bevinding biedt nieuwe perspectieven voor het bestuderen van de rol van biomaterialen of geneesmiddelen bij klinische botregeneratie.
Dit protocol vereist zorgvuldige aandacht voor verschillende factoren: (i) Diepe anesthesie is een vereiste om dierenleed te voorkomen en een nauwkeurige lokalisatie van defecten te garanderen. De diepte van de anesthesie en de vitale functies moeten nauwlettend in de gaten worden gehouden. (ii) Tijdens de spierscheiding moet nauwgezette aandacht worden besteed aan het voorkomen van vaatletsel, dat het herstel zou kunnen belemmeren. (iii) Houd bij het voorbereiden van het defecte gat het rechterdraaipunt stabiel en altijd loodrecht op het botoppervlak om ervoor te zorgen dat het defect van de doos zich op dezelfde diepte bevindt. De boordiepte moet worden gecontroleerd om corticaal botweefsel te verwijderen zonder te diep te gaan. Dit voorkomt dat de botgenezing wordt vertraagd als gevolg van overmatige mechanische vernietiging van het beenmerg, wat resulteert in de verwijdering van mesenchymale stamcellen (MSC's) en verstoring van de ontstekingsreactie16. (iv) Voor de voorbereiding van de holte is een assistent nodig om het gebied continu te irrigeren met zoutoplossing om mogelijke weefselbeschadiging veroorzaakt door hitte tijdens botablatie te verminderen, terwijl de zichtbaarheid van het operatieveld behouden blijft.
Botbreuken, segmentale botdefecten en schedelbotdefectmodellen zijn de meest gebruikte diermodellen bij het onderzoeken van botregeneratie. Het botbreukmodel weerspiegelt het werkelijke proces van trauma, maar de resultaten kunnen variëren als gevolg van verschillen in fractuurdoorsneden tussen proefdieren17. Het segmentale botdefectmodel simuleert effectief fractuurcomplicaties zoals nonunion of vertraagde genezing. Door zijn anatomische positionering vergemakkelijkt dit model de evaluatie van nieuwe botvorming en revascularisatie door middel van radiografische of histologische methoden18. Deze methode vertoont echter een aanzienlijke variatie in de grootte van het defect tussen de proefpersonen; De eis van spalkfixatie of inwendige fixatie met metalen implantaten beperkt ook de toepassing ervan11. Het calvariale defectmodel wordt gekenmerkt door geen interne fixatie, hoge reproduceerbaarheid in grootte en anatomische positie, en een stabiele mechanische omgeving14, die ook de toepassing beperkt bij het evalueren van de biologische respons op fysiologische, biomechanische belasting van geïmplanteerd materiaal13. Bovendien kan, bij afwezigheid van een transplantaatbot, de invasie van het defect door de dura mater en het bovenliggende zachte weefsel de botregeneratie belemmeren, waardoor deze modellen gevoelig worden voor de prestaties van het steigermateriaal18. Daarom stelt dit protocol voor om een doosholtedefect in de femurdiafyse van de rat vast te stellen, waardoor de diameter van het defect intraoperatief kan worden gemeten met behulp van een eenvoudig hulpmiddel18. Deze aanpak biedt een betere controle over de standaardisatie van defecten dan de modellen met breuken of segmentale defecten en elimineert de noodzaak van interne of externe fixatie. Bovendien is dit model robuust tegen verslechtering van de botvorming als gevolg van erosie van zacht weefsel. Dit protocol heeft echter bepaalde beperkingen: (i) Onjuiste uitvoering of buitensporige defectdiameters kunnen bij ratten leiden tot ernstige bloedingen, schokken of zelfs de dood. Om de veiligheid en het welzijn van de dieren te waarborgen, is het dus absoluut noodzakelijk om rattenkadavers te oefenen voordat de procedure op levende proefpersonen wordt uitgevoerd. (ii) Bovendien maakt de afwezigheid van het Haversiaanse systeem in de knaagdiercortex19 het moeilijk om het natuurlijke klinische genezingsproces van menselijke botbreuken/defecten volledig te reproduceren. Ratten zijn, net als knaagdieren, kosteneffectief, vereisen minimaal onderhoud en zijn veilig en gemakkelijk te hanteren, waardoor ze een hogere reproduceerbaarheid bieden dan grotere dieren zoals konijnen, honden en geiten20.
Samenvattend ontwikkelden we een model voor femurdiafyse in de doosholte van ratten en volgden we het genezingsproces met behulp van micro-CT en histopathologische kleuringstechnieken. Dit protocol biedt een uitgebreide en generaliseerbare methode voor het onderzoeken van intramembraneuze botvorming binnen klinisch significante botregeneratiemodellen. Bovendien stelt het innovatieve perspectieven voor voor de evaluatie van de biologische prestaties van vervangende biomaterialen, botregeneratie-geassocieerde geneesmiddelen, steigers, enz. Het vergemakkelijkt ook de preklinische validatie van opkomende therapeutische strategieën voor botweefselmanipulatie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Alle originele gegevens en afbeeldingen zijn opgenomen in dit document. Auteurs verklaren geen belangenconflict
Acknowledgments
Deze studie werd gefinancierd door subsidies van de National Natural Science Foundation of China 82101000 (H.W.), U21A20368 (L.Y.) en 82100982 (F.L.), en ondersteund door Sichuan Science and Technology Program 2023NSFSC1499 (H.W.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.2 mm slow speed ball drill | Dreybird Medical Equipment Co., Ltd. | RA3-012 | For preparation of box cavity defects |
| 3.0 suture | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For suturing wounds |
| 4% paraformaldehyde | Biosharp | BL539A | For fix the femoral specimens |
| Cotton balls | Haishi Hainuo Group Co., Ltd. | 20120047 | For skin sterilization and cleaning of surgical field |
| Cotton sticks | Lakong Medical Devices Co., Ltd. | M6500R | For skin disinfection |
| Dental technician grinding machine | Marathon | N3-140232 | For preparation of box cavity defects |
| Disposable scalpel | Hangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd. | 20100227 | For creating skin incisions as well as to sharply separate muscle tissue |
| Electric shaver | JASE | BM320210 | Removal of hair tissue from the surgical area |
| Hematoxylin and Eosin Stain kit | Biosharp | C1005 | For the histological analysis of the specimens |
| Masson’s Trichrome Stain Kit | Solarbio | G1340 | For the histological analysis of the specimens |
| Micro CT | Scanco medical ag | µCT 45 | For analyzing the healing of defects in femoral samples |
| Needle holder | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For suture-holding needles |
| Olympus Research Grade Whole Slide Scanning System VS200 | Chengdu Knowledge Technology Co. | VS200 | For analyzing the results of HE staining and Masson staining |
| Ophthalmic forceps | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For clamping skin, muscle tissue |
| Ophthalmic scissors | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For forming a skin incision approach |
| Oral low-speed handpiece | Marathon | Y221101003 | For preparation of box cavity defects |
| Oral probe | Shanghai Sangda Medical Insurance Co., Ltd. | 20000143 | For measuring the diameter of defects |
| Periosteal separator | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For blunt separation of muscle tissue |
| Sprague–Dawley rats | Byrness Weil Biotech Ltd | None | For the establishment of femoral bone boxy cavitary defect |
| Tissue scissors | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For forming a skin incision approach |
References
- Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).
- Claes, L., Recknagel, S., Ignatius, A. Fracture healing under healthy and inflammatory conditions. Nat Rev Rheumatol. 8 (3), 133-143 (2012).
- Holmes, D. Nonunion bone fracture: a quicker fix. Nature. 550 (7677), S193 (2017).
- Dimitriou, R., Jones, E., McGonagle, D., Giannoudis, P. V. Bone regeneration: current concepts and future directions. BMC Med. 9, 66 (2011).
- Schmidt, A. H. Autologous bone graft: Is it still the gold standard? Injury. 52 (Suppl 2). , S18-S22 (2021).
- Baldwin, P., et al. Autograft, allograft, and bone graft substitutes: Clinical evidence and indications for use in the setting of orthopaedic trauma surgery. J Orthop Trauma. 33 (4), 203-213 (2019).
- Muscolo, D. L., Ayerza, M. A., Aponte-Tinao, L. A. Massive allograft use in orthopedic oncology. Orthop Clin North Am. 37 (1), 65-74 (2006).
- Yu, Y., et al. Biomimetic periosteum-bone substitute composed of preosteoblast-derived matrix and hydrogel for large segmental bone defect repair. Acta Biomater. 113, 317-327 (2020).
- Pearce, A. I., Richards, R. G., Milz, S., Schneider, E., Pearce, S. G. Animal models for implant biomaterial research in bone: a review. Eur Cell Mater. 13, 1-10 (2007).
- McGovern, J. A., Griffin, M., Hutmacher, D. W. Animal models for bone tissue engineering and modelling disease. Dis Model Mech. 11 (4), dmm033084 (2018).
- Bigham-Sadegh, A., Oryan, A. Selection of animal models for preclinical strategies in evaluating the fracture healing, bone graft substitutes and bone tissue regeneration and engineering. Connect Tissue Res. 56 (3), 175-194 (2015).
- Horner, E. A., et al. Long bone defect models for tissue engineering applications: criteria for choice. Tissue Eng Part B Rev. 16 (2), 263-271 (2010).
- Vajgel, A., et al. A systematic review on the critical size defect model. Clin Oral Implants Res. 25 (8), 879-893 (2014).
- Samsonraj, R. M., et al. A versatile protocol for studying calvarial bone defect healing in a mouse model. Tissue Eng Part C Methods. 23 (11), 686-693 (2017).
- Yu, F., Li, F., Zheng, L., Ye, L. Epigenetic controls of Sonic hedgehog guarantee fidelity of epithelial adult stem cells trajectory in regeneration. Sci Adv. 8 (29), eabn4977 (2022).
- Colnot, C. Skeletal cell fate decisions within periosteum and bone marrow during bone regeneration. J Bone Miner Res. 24 (2), 274-282 (2009).
- Bhandari, M., Shaughnessy, S. A minimally invasive percutaneous technique of intramedullary nail insertion in an animal model of fracture healing. Arch Orthop Trauma Surg. 121 (10), 591-593 (2001).
- Muschler, G. F., Raut, V. P., Patterson, T. E., Wenke, J. C., Hollinger, J. O. The design and use of animal models for translational research in bone tissue engineering and regenerative medicine. Tissue Eng Part B Rev. 16 (1), 123-145 (2010).
- Primer on the Metabolic Bone Diseases and Disorders of Mineral Metabolism. Clifford, J., Rosen, M. D. , Wiley-Blackwell, UK. (2019).
- Wong, R. M. Y., et al. A systematic review of current osteoporotic metaphyseal fracture animal models. Bone Joint Res. 7 (1), 6-11 (2018).
