Summary
Ici, nous présentons un protocole pour la création d’un défaut de cavité en boîte dans le tissu de diaphyse fémorale du rat. Ce modèle permet d’évaluer les performances des biomatériaux sous stress biomécanique et d’explorer les mécanismes de régénération osseuse liés à l’ostéogenèse intramembraneuse.
Abstract
De graves défauts osseux ou des fractures complexes peuvent entraîner de graves complications telles que l’absence de consolidation ou une cicatrisation osseuse insuffisante. L’ingénierie tissulaire, qui implique l’application de cellules, d’échafaudages et de cytokines, est considérée comme une solution prometteuse pour la régénération osseuse. Par conséquent, divers modèles animaux qui simulent des défauts osseux jouent un rôle crucial dans l’exploration du potentiel thérapeutique de l’ingénierie tissulaire pour la cicatrisation osseuse. Dans cette étude, nous avons établi un modèle de défaut osseux cortical en forme de boîte dans le milieu du fémur de rats, qui pourrait servir de modèle idéal pour évaluer la fonction des biomatériaux dans la promotion de la cicatrisation osseuse. Ce défaut osseux cortical en forme de boîte a été percé à l’aide d’une pièce à main orale à basse vitesse et façonné à l’aide d’une aiguille de tour. Une analyse micro-TDM postopératoire a été immédiatement effectuée pour confirmer l’établissement réussi de l’anomalie osseuse corticale de la cavité carrée. Les fémurs du côté opéré des rats ont ensuite été récoltés à plusieurs moments après la chirurgie (0 jour, 2 semaines, 4 semaines et 6 semaines). Le processus de cicatrisation de la zone défectueuse de chaque échantillon a été évalué à l’aide d’une micro-tomodensitométrie, d’une coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E) et d’une coloration au trichrome Masson. Ces résultats ont démontré un schéma de cicatrisation compatible avec une ossification intramembraneuse, la cicatrisation étant essentiellement terminée à 6 semaines. La catégorisation du processus de cicatrisation de ce modèle animal fournit une méthode in vivo efficace pour étudier de nouveaux biomatériaux et médicaments qui ciblent l’ossification intramembraneuse pendant la cicatrisation des défauts du tissu osseux.
Introduction
Les fractures et les défauts osseux résultent souvent de traumatismes, de tumeurs, d’inflammations et de malformations congénitales 1,2. Bien que le tissu osseux chez les jeunes individus en bonne santé possède généralement des capacités de régénération robustes3, des défauts dépassant une taille critique ou des obstacles à la guérison dus à des maladies systémiques (par exemple, le diabète, l’ostéoporose et les infections) peuvent toujours entraîner des complications telles qu’une discontinuité osseuse ou une altération de la cicatrisation4. Pour relever ce défi clinique, la greffe osseuse ou les biomatériaux sont couramment utilisés pour remplacer des os gravement défectueux ou pour reconstruire de gros segments osseux. Cependant, ces traitements ont des limites. Par exemple, bien qu’elle soit considérée comme l’étalon-or, la greffe osseuse autologue souffre d’un approvisionnement limité en donneurs et de complications potentielles sur le site donneur 5,6. Les allogreffes présentent également certains risques, tels que le rejet à médiation immunitaire, la transmission potentielle de maladies et des impacts négatifs sur les propriétés biomécaniques et biologiques du greffon7.
Ces dernières années ont vu une augmentation de la recherche axée sur les mécanismes de guérison des défauts osseux. L’utilisation de biomatériaux alternatifs et les progrès de l’ingénierie tissulaire sont devenus des sujets importants dans le domaine de la régénération osseuse8. Avant que ces biomatériaux puissent être appliqués à la thérapie humaine, ils doivent être testés in vitro et in vivo pour garantir leur efficacité et leur sécurité. Cependant, la complexité réduite des environnements in vitro et l’absence de réponses immunitaires et inflammatoires limitent l’évaluation de divers biomatériaux in vitro. Par conséquent, l’établissement de modèles animaux pour divers types de défauts du tissu osseux est nécessaire9. Les modèles animaux permettent d’évaluer les biomatériaux dans différentes conditions de charge, facilitent la compréhension des caractéristiques osseuses spécifiques à l’espèce et donnent un aperçu de la similitude entre les modèles animaux et les situations cliniques humaines. Ces avantages sont essentiels pour étudier les interactions os-échafaudage et traduire les résultats de la recherche en pratique clinique 9,10.
À l’heure actuelle, les modèles animaux de défauts osseux mécaniques sont largement utilisés pour valider les performances des biomatériaux, les modèles de défauts osseux crâniens et les modèles de défauts osseux segmentaires étant les méthodes les plus couramment appliquées11. Les modèles de défauts osseux segmentaires, souvent utilisés pour imiter de graves traumatismes osseux longs ou tibiaux se terminant par une non-consolidation osseuse, sont avantageux en raison de leurs dimensions uniformes et de leurs positions anatomiques définies, simplifiant les évaluations radiologiques ou histologiques de la formation et de la revascularisation de nouveaux os. Cependant, ces modèles nécessitent des implants métalliques pour stabiliser les segments de fracture bilatérale et nécessitent un processus de cicatrisation complexe impliquant à la fois une ossification endochondrale et intramembraneuse12. D’autre part, les modèles de défauts osseux calvaires sont devenus un outil de dépistage primaire pour l’évaluation des biomatériaux en raison de leurs diamètres de défaut standardisés, de leur accès chirurgical pratique et de la fonction de soutien de la dure-mère et des tissus mous13. Bien qu’ils soient largement utilisés pour modéliser la formation osseuse intramembraneuse dans des scénarios cliniquement pertinents, ils ne conviennent pas à l’évaluation de la cicatrisation osseuse dans des conditions de charge biomécanique en raison de leur nature non porteuse pendant le processus de cicatrisation14.
Pour remédier à ces limitations, nous avons établi un modèle de défaut osseux cortical dans le tissu de diaphyse fémorale de rats. À l’aide de la microtomodensitométrie (TDM), de la reconstruction tridimensionnelle (3D) et de la coloration histopathologique (hématoxyline et éosine [HE] et Masson), nous avons analysé le processus de cicatrisation de ce modèle dans des conditions d’hémostase. Notre objectif est d’offrir de nouvelles perspectives pour l’évaluation des performances des biomatériaux dans des conditions de charge biomécanique et pour l’étude de la bio-ingénierie et du mécanisme de la régénération osseuse vis-à-vis de l’ossification intramembraneuse.
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Protocol
Toutes les procédures animales de cette étude ont été examinées et approuvées par le comité d’éthique de l’École de stomatologie de l’Ouest de la Chine de l’Université du Sichuan (WCHSIRB-D-2021-597). Des rats Sprague-Dawley (mâles, poids corporel de 300 g) ont été utilisés pour la présente étude.
1. Préparation préopératoire
- Préparation de l’instrument
- Reportez-vous à la figure 1A pour les instruments chirurgicaux utilisés dans cette étude : rasoir électrique, ciseaux tissulaires, ciseaux ophtalmiques, pinces ophtalmiques, scalpel jetable, séparateur périosté, pièce à main orale à basse vitesse, sonde buccale, aspirateur d’irrigation jetable, porte-aiguille, suture 3.0.
- Préparez une sonde buccale et marquez la grande extrémité incurvée de la sonde à l’aide d’un marqueur en fonction du diamètre du défaut (Figure 1B). Utilisez-le pour déterminer la taille du défaut pendant la chirurgie.
- Stérilisez tout le matériel et les instruments chirurgicaux utilisés pour effectuer la procédure avant de les utiliser. Emballez les matériaux souhaités dans un chiffon plié ou du papier d’emballage et scellez-les avec du ruban adhésif autoclave pour la stérilisation à la vapeur (125-135°C pendant 20-25 min).
- Préparation de la zone chirurgicale : Désinfectez la table d’opération et l’environnement autour de la table en pulvérisant de l’alcool à 75 %. Créez une zone stérile d’environ 60 cm x 90 cm avec des champs autoclavés sur la table d’opération.
- Préparation à l’anesthésie
- Anesthésier les rats par voie intrapéritonéale avec du chlorhydrate de kétamine à 10 % (50-100 mg/kg) et de la xylazine à 2 % (2 mg/kg). Utiliser l’injection sous-cutanée de carprofène (5 mg/kg) pour l’analgésie préopératoire et peropératoire. Examinez la profondeur de l’anesthésie par un test de pincement des orteils. Après l’anesthésie, appliquez une pommade oculaire stérile sur les yeux pour prévenir la sécheresse oculaire et les lésions cornéennes.
2. Intervention chirurgicale
- Placez le rat en position couchée latérale sur la table chirurgicale stérile et retirez les poils des membres inférieurs avec un rasoir électrique.
- Utilisez une solution d’iodophore à 5 % et d’alcool à 75 % pour désinfecter les tissus cutanés dans la zone chirurgicale.
- Localisez le fémur proximal et distal et faites une incision de 2,5 cm le long de l’axe long du fémur pour couper le tissu cutané du rat.
- Séparez la couche cutanée du fascia à l’aide d’une pince ophtalmique et de ciseaux tissulaires, et exposez l’approche latérale du fémur à travers le biceps fémoral et les muscles fémoraux latéraux.
- Localisez l’intersection des deux septa musculaires (une ligne de tissu blanc) et séparez-les soigneusement avec une lame chirurgicale jetable le long de la bordure musculaire jusqu’à ce que la surface fémorale soit atteinte.
REMARQUE : Lorsque vous utilisez une lame jetable pour séparer le muscle, il est important de séparer le long de la cloison musculaire et de faire attention à ne pas causer de lésions vasculaires dans les tissus mous. Les débutants et ceux qui ne connaissent pas l’anatomie doivent utiliser des pinces ophtalmiques et des séparateurs périostés pour la dissection contondante entre les deux masses musculaires.
- Appliquez un séparateur périosté pour séparer brutalement les muscles de la surface fémorale et exposer le milieu de la diaphyse fémorale.
- À l’aide d’un marqueur stérile, marquez la zone du site du défaut sur la surface médiane de la diaphyse fémorale, située au sommet de la crête oblique latérale 1/3 de la tête fémorale.
- À l’aide d’une perceuse à bille à mouvement lent de 1,2 mm de diamètre, utilisez la pièce à main orale à basse vitesse pour percer un petit trou perpendiculaire à la surface de l’os au site marqué, détruisant le périoste et le cortex osseux à une profondeur suffisante pour atteindre la cavité de la moelle osseuse. À ce niveau de profondeur de forage, augmentez la taille du trou parallèlement à cette profondeur dans toutes les directions, en taillant pour obtenir une forme de cavité en boîte.
- À l’aide d’une sonde buccale étiquetée parallèle au bord du défaut, déterminer le diamètre et la morphologie du défaut pendant et après la préparation.
- Fermez les couches musculaires et cutanées avec des sutures résorbables en monofilaments 3-0, respectivement, et désinfectez la zone chirurgicale avec de l’iodophore à 5 % de l’intérieur vers l’extérieur.
3. Soins postopératoires
- Après la chirurgie, administrez du carprofène (5 mg/kg) par voie sous-cutanée et placez le rat sur un coussin chauffant à température constante jusqu’à ce qu’il se remette de l’anesthésie. Lorsque le rat reprend conscience, déplacez-le doucement dans une cage contenant une litière sèche et autoclave.
- Poursuivre l’analgésie pendant 24 h et la surveillance postopératoire pendant 1 semaine après l’intervention.
4. Prélèvement et analyse de l’échantillon
- Euthanasier humainement le rat après l’opération en injectant du pentobarbital sodique 100-200 mg/kg par voie intrapéritonéale. Séparez soigneusement le muscle et le tissu fascial à la surface du fémur et retirez complètement le fémur du côté opéré. Prélever les échantillons à 0 jour (Figure 2A, B), 2 semaines, 4 semaines et 6 semaines après l’opération.
- Fixer les échantillons fémoraux dans du paraformaldéhyde à 4 % pendant 24 h. Analyser la structure des fémurs à l’aide de la microtomographie par ordinateur. Réglez les paramètres de balayage comme suit : potentiel du tube à rayons X, 70 kVp ; filtre, AL 0,5 mm ; Intensité des rayons X, 0,2 mA ; taille du voxel, 17 μm ; et temps d’intégration, 1 × 300 ms. Reconstruisez des images de modèle 3D à l’aide de données bitmap.
- Détartrez les échantillons dans de l’EDTA à 10 % pendant 8 semaines avant de déshydrater les échantillons fémoraux dans une série graduée de dilutions à l’éthanol. Ensuite, incorporez les échantillons dans de la cire de paraffine15.
- Coupez les échantillons noyés en sections de paraffine de 5 μm à partir du plan sagittal.
- Coupes de teinture avec un kit de coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E) et un kit de coloration Masson. Observer la cicatrisation de la zone du défaut par histopathologie.
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Representative Results
Dans ce protocole, nous réussissons à établir un modèle de défaut de boîte fémorale-cavité de rat avec des dimensions de 4,5 mm x 1,5 mm par forage. Afin d’analyser le processus de guérison, nous avons collecté le tissu fémoral du côté opéré à 0 jour, 2 semaines, 4 semaines et 6 semaines après la chirurgie, qui sont les points clés de l’ossification endochondrale, de l’ossification intramembraneuse et du remodelage osseux au cours du processus de guérison des traumatismes fémoraux chez les rats2. Au jour 0 postopératoire, la reconstruction du modèle 3D à partir de données bitmap micro-CT a montré que nous avons réussi à modéliser un défaut de cavité carrée dans le fémur d’une taille de 4,5 mm x 1,5 mm de profondeur jusqu’à la cavité médullaire (Figure 3A). Les résultats de la micro-TDM ont montré la formation d’os trabéculaire minéralisé dans l’espace interstitiel de l’os cortical 2 semaines après la création du modèle (Figure 3B). La surface du nouveau tissu osseux dans la zone du défaut montrait un os cortical mature et dense, et le tissu osseux trabéculaire était encore visible du côté médullaire 4 semaines après l’opération (Figure 3C). Après 6 semaines, la zone du défaut était presque composée d’os cortical mature et dense, avec seulement une petite quantité de tissu osseux trabéculaire restant près du côté médullaire, indiquant que la zone du défaut avait pratiquement guéri (Figure 3D).
Nous analysons également les échantillons collectés par coloration H&E et coloration trichrome Masson (Figure 4). Les résultats ont montré que du tissu osseux naïf de type trabéculaire s’était formé dans la zone du défaut 2 semaines après l’opération, et que le périoste autour de la zone du défaut s’est épaissi et s’est connecté au tissu osseux trabéculaire du nouveau-né dans la zone du défaut (Figure 4A, A', B, B'). À 4 semaines après la création du défaut, un tissu osseux cortical dense s’est formé à la surface de la zone du défaut et s’est connecté à l’os cortical des deux côtés du défaut ; Le tissu osseux de type trabéculaire était fortement résorbé du côté médullaire (Figure 4C, C', D, D'). Du tissu osseux cortical mature s’est formé dans la zone du défaut, et le tissu osseux trabéculaire du côté médullaire a été presque complètement résorbé 6 semaines après l’opération (Figure 4E,E',F,F'), indiquant que le processus de guérison du défaut était presque terminé.
Figure 1 : Instruments nécessaires à la création d’un défaut. (A) Instruments chirurgicaux. (1) Rasoir électrique ; (2) Pinces ophtalmiques ; (3) Ciseaux ophtalmiques ; (4) Scalpel jetable ; (5) Séparateur périosté ; (6) Pièce à main orale à basse vitesse ; (7) Sonde buccale modifiée ; (8) Aspirateur d’irrigation jetable ; (9) Porte-aiguille ; (10) Ciseaux à tissus ; (11) Suture 3.0. (B) Sondes buccales étiquetées avec les dimensions du diamètre du défaut. La grande extrémité incurvée de la sonde buccale stérile jetable a été marquée à l’aide d’une échelle de 1,5 mm et de 4,5 mm pour la mesure peropératoire du diamètre de la zone du défaut. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Morphologie du défaut de la cavité de la boîte (jour 0). (A,B) Mesure des échantillons post-opératoires du jour 0 à l’aide d’une sonde buccale modifiée qui a été utilisée pour créer le défaut de la cavité de la boîte (4,5 mm x 1,2 mm). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Analyse micro-CT du processus de cicatrisation de la zone du défaut. Images reconstruites en 3D de la zone du défaut à 0 jour, 14 jours, 28 jours et 42 jours après l’opération. (A) Plan longitudinal . (B-D) Images micro-TDM longitudinales (panneau de gauche), sagittales (au milieu) et transversales (panneau de droite) de la cicatrisation de la zone du défaut à 14 jours, 28 jours et 42 jours. La case pointillée jaune en A, B, C et D représente la zone du défaut. La ligne pointillée jaune représente les bords du défaut, et la flèche jaune représente le nouveau tissu osseux dans la zone du défaut. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Graphique 4. Résultats histopathologiques. (A-F) Coloration H&E et Masson de la zone du défaut à 14 jours, 28 jours et 42 jours. (A'-F') Les images agrandies des boîtes rectangulaires noires montrées en A-F. Du tissu osseux minéralisé de type trabéculaire s’est formé dans la zone du défaut 14 jours après la chirurgie ; du tissu osseux cortical s’est formé à la surface de la zone défectueuse et relié aux deux extrémités de la zone défectueuse 28 jours après la chirurgie ; Du tissu osseux cortical mature s’est formé dans la zone du défaut 42 jours après la chirurgie, et la guérison était pratiquement terminée. La ligne pointillée bleue indique le bord du défaut ; la zone encerclée par la ligne pointillée rouge est le nouveau tissu osseux dans la zone du défaut ; la flèche noire est le périoste épaissi ; le triangle jaune est l’ancien os cortical ; la flèche verte est le nouveau tissu osseux de type trabéculaire ; les étoiles noires et jaunes sont le nouveau tissu osseux cortical ; Et la flèche rouge est le nouveau périoste. Barres d’échelle : 500 μm (A-F), 200 μm (A'-F'). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Les modèles animaux précliniques sont essentiels pour examiner la cicatrisation osseuse et l’influence des biomatériaux sur la régénération osseuse. Ce protocole illustre un modèle de défaut de la boîte fémorale-cavité reproduisant le processus de formation osseuse intramembraneuse associé à la régénération osseuse clinique. La zone du défaut a été normalisée en peropératoire à l’aide d’une sonde buccale pré-marquée. Les résultats de la micro-tomodensitométrie et de la coloration histopathologique ont montré une cicatrisation progressive sur 6 semaines, avec un épaississement du périoste et une nouvelle formation d’os trabéculaire, suivie d’une formation dense de l’os cortical. Aucun tissu cartilagineux n’a été observé pendant le processus de guérison, indiquant une ostéogenèse intramembraneuse. Cette découverte offre de nouvelles perspectives pour l’étude du rôle des biomatériaux ou des médicaments dans la régénération osseuse clinique.
Ce protocole nécessite une attention particulière à plusieurs facteurs : (i) L’anesthésie profonde est une condition préalable pour prévenir la détresse des animaux et assurer une localisation précise des défauts. La profondeur de l’anesthésie et les signes vitaux doivent être surveillés avec vigilance. (ii) Lors de la séparation musculaire, une attention méticuleuse doit être portée à la prévention des lésions vasculaires, qui pourraient entraver la récupération. (iii) Lors de la préparation du trou de défaut, garder le point d’appui droit stable et toujours perpendiculaire à la surface de l’os pour s’assurer que le défaut de la boîte est à la même profondeur. La profondeur du forage doit être contrôlée pour éliminer le tissu osseux cortical sans aller trop profondément. Cela permet d’éviter de retarder la cicatrisation osseuse en raison d’une destruction mécanique excessive de la moelle osseuse, ce qui entraîne l’élimination des cellules souches mésenchymateuses (CSM) et la perturbation de la réponse inflammatoire16. (iv) La préparation de la cavité nécessite un assistant pour irriguer continuellement la zone avec une solution saline afin d’atténuer les dommages tissulaires potentiels causés par la chaleur lors de l’ablation osseuse tout en maintenant la visibilité du champ opératoire.
Les modèles de fracture osseuse, d’anomalie osseuse segmentaire et de défaut osseux crânien sont les modèles animaux couramment utilisés dans l’étude de la régénération osseuse. Le modèle de fracture osseuse reflète le processus réel du traumatisme, mais les résultats peuvent varier en raison des différences dans les sections efficaces de fracture entre les animaux de laboratoire17. Le modèle de défaut osseux segmentaire simule efficacement les complications de fracture telles que la non-consolidation ou le retard de guérison. Grâce à son positionnement anatomique, ce modèle facilite l’évaluation de la formation de nouveaux os et de la revascularisation par des méthodes radiographiques ou histologiques18. Cependant, cette méthode présente une variation considérable de la taille des défauts entre les sujets ; L’exigence d’une fixation par attelle ou par des implants métalliques limite également son application11. Le modèle de défaut calvaire se caractérise par l’absence de fixation interne, une reproductibilité élevée en taille et en position anatomique, et un environnement mécanique stable14, ce qui limite également l’application dans l’évaluation de la réponse biologique à la charge physiologique et biomécanique du matériau implanté13. De plus, en l’absence d’os greffé, l’invasion du défaut par la dure-mère et les tissus mous sus-jacents peut entraver la régénération osseuse, rendant ces modèles sensibles aux performances du matériau de l’échafaudage18. Par conséquent, ce protocole propose l’établissement d’un défaut de cavité en boîte dans la diaphyse fémorale du rat, ce qui permet de mesurer peropératoirement le diamètre du défaut à l’aide d’un outil simple18. Cette approche offre un meilleur contrôle de la normalisation des défauts que les modèles de fracture ou de défaut segmentaire et élimine le besoin de fixation interne ou externe. De plus, ce modèle est robuste contre l’altération de la formation osseuse due à l’érosion des tissus mous. Ce protocole présente toutefois certaines limites : (i) Une mauvaise exécution ou des diamètres de défaut excessifs peuvent entraîner une hémorragie grave, un choc ou même la mort chez les rats. Ainsi, pour assurer la sécurité et le bien-être des animaux, il est impératif de pratiquer des cadavres de rats avant d’effectuer la procédure sur des sujets vivants. (ii) De plus, l’absence du système Havers dans le cortex des rongeurs19 rend difficile la reproduction complète du processus clinique naturel de guérison/défaut de l’os humain. Les rats, en tant que rongeurs, sont rentables, nécessitent un entretien minimal et sont sûrs et faciles à manipuler, offrant une reproductibilité plus élevée que les animaux plus gros tels que les lapins, les chiens et les chèvres20.
En résumé, nous avons développé un modèle de défaut de diaphyse fémorale du rat et suivi le processus de guérison à l’aide de techniques de micro-tomodensitométrie et de coloration histopathologique. Ce protocole fournit une méthode complète et généralisable pour examiner la formation osseuse intramembraneuse dans des modèles de régénération osseuse cliniquement significatifs. De plus, il propose des perspectives innovantes pour l’évaluation des performances biologiques des biomatériaux de substitution, des médicaments associés à la régénération osseuse, des échafaudages, etc. Il facilite également la validation préclinique de stratégies thérapeutiques émergentes pour l’ingénierie du tissu osseux.
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Disclosures
Toutes les données et images originales sont incluses dans cet article. Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts
Acknowledgments
Cette étude a été financée par des subventions de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine 82101000 (H. W.), U21A20368 (L. Y.) et 82100982 (F. L.), et soutenue par le Sichuan Science and Technology Program 2023NSFSC1499 (H. W.).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.2 mm slow speed ball drill | Dreybird Medical Equipment Co., Ltd. | RA3-012 | For preparation of box cavity defects |
| 3.0 suture | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For suturing wounds |
| 4% paraformaldehyde | Biosharp | BL539A | For fix the femoral specimens |
| Cotton balls | Haishi Hainuo Group Co., Ltd. | 20120047 | For skin sterilization and cleaning of surgical field |
| Cotton sticks | Lakong Medical Devices Co., Ltd. | M6500R | For skin disinfection |
| Dental technician grinding machine | Marathon | N3-140232 | For preparation of box cavity defects |
| Disposable scalpel | Hangzhou Huawei Medical Supplies Co., Ltd. | 20100227 | For creating skin incisions as well as to sharply separate muscle tissue |
| Electric shaver | JASE | BM320210 | Removal of hair tissue from the surgical area |
| Hematoxylin and Eosin Stain kit | Biosharp | C1005 | For the histological analysis of the specimens |
| Masson’s Trichrome Stain Kit | Solarbio | G1340 | For the histological analysis of the specimens |
| Micro CT | Scanco medical ag | µCT 45 | For analyzing the healing of defects in femoral samples |
| Needle holder | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For suture-holding needles |
| Olympus Research Grade Whole Slide Scanning System VS200 | Chengdu Knowledge Technology Co. | VS200 | For analyzing the results of HE staining and Masson staining |
| Ophthalmic forceps | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For clamping skin, muscle tissue |
| Ophthalmic scissors | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For forming a skin incision approach |
| Oral low-speed handpiece | Marathon | Y221101003 | For preparation of box cavity defects |
| Oral probe | Shanghai Sangda Medical Insurance Co., Ltd. | 20000143 | For measuring the diameter of defects |
| Periosteal separator | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For blunt separation of muscle tissue |
| Sprague–Dawley rats | Byrness Weil Biotech Ltd | None | For the establishment of femoral bone boxy cavitary defect |
| Tissue scissors | Chengdu Shifeng Co., Ltd. | None | For forming a skin incision approach |
References
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