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Neuroscience

Esame delle vescicole sinaptiche Riciclaggio Uso FM coloranti Durante evocati, spontaneo, e miniatura Attività Synaptic

Published: March 31, 2014
doi:
10.3791/50557
, , , ,
1Department of Molecular Physiology & Biophysics,University of Iowa Carver College of Medicine, 2Department of Biology & Biochemistry,University of Bath

Summary

Descriviamo l'uso di coloranti stirilico FM per l'immagine riciclo delle vescicole sinaptiche nei terminali nervosi funzionali. Questo protocollo può essere applicato non solo evocata, ma anche spontanea e attività sinaptiche in miniatura. Il protocollo espande la varietà di eventi sinaptici che possono essere adeguatamente valutati.

Abstract

Vescicole sinaptiche nelle terminazioni nervose funzionali subiscono esocitosi e endocitosi. Questo riciclo delle vescicole sinaptiche può essere efficacemente analizzata utilizzando coloranti stirilico FM, che rivelano fatturato membrana. Protocolli convenzionali per l'uso di coloranti FM sono stati progettati per analizzare neuroni seguente stimolata (evocati) attività sinaptica. Recentemente, protocolli sono resi disponibili per analizzare i segnali FM che accompagnano attività sinaptica deboli, come eventi sinaptici spontanei o miniatura. L'analisi di queste piccole variazioni di segnali FM richiede che il sistema di imaging è sufficientemente sensibile per rivelare piccole variazioni di intensità, ma che i cambiamenti artefatti di grande ampiezza vengono soppressi. Qui si descrive un protocollo che può essere applicato a evocata, spontanea, e attività sinaptiche in miniatura, e utilizzando colture di neuroni ippocampali come esempio. Questo protocollo incorpora anche un mezzo per determinare il tasso d'photobleaching di coloranti FM, in quanto questo è un significativofonte di artefatti quando di imaging piccole variazioni di intensità.

Introduction

La funzionalità di vescicole sinaptiche è un importante determinante della trasmissione sinaptica. Tali vescicole rilasciano neurotrasmettitori quando si fondono con la membrana plasmatica presinaptica (esocitosi), e sono pronte per un altro ciclo di stampa dopo essere rigenerata dalla membrana plasmatica (endocitosi) e ricaricato con neurotrasmettitore. La ricerca sulla dinamica dei meccanismi sottostanti e riciclo delle vescicole sinaptiche è stata notevolmente accelerato dall'introduzione di coloranti styryl FM 1. Queste molecole anfipatiche, che hanno carica positiva gruppi di testa idrofile e code idrofobiche (più coloranti in figura 1A, stereoview di FM1-43 in Figura 1B), possono reversibilmente entrare e uscire membrane lipidiche senza permea. Gruppi di coloranti FM condividono caratteristiche simili che influenzano la gamma di luce che essi emettono. Ad esempio, FM2-10, FM1-43, e FM1-84 hanno un doppio legame tra due composti ciclici e show emissione verde. La differenza tra loro è la lunghezza della coda idrofoba, che determina la sua idrofobicità e quindi il tasso di uscita dalla membrana (departitioning). Nei casi di FM5-95 e FM4-64, tre doppi legami collegano i composti ciclici, e mostrano emissione rossa. Questi coloranti differiscono rispetto alle loro parti idrofile. In tutti i coloranti FM, l'intensità di fluorescenza aumenta quando inseriti nelle membrane biologiche, a causa di un aumento della resa quantica nell'ambiente idrofobo rispetto all'ambiente idrofilo. Così i cambiamenti di intensità FM rappresentano le variazioni del fatturato membrana. I diversi colori (spettri di emissione) e idrofobicità rendono la FM tinge uno strumento di ricerca versatile nel riciclo delle vescicole sinaptiche.

Sulla base di queste caratteristiche, i coloranti FM sono principalmente utilizzati secondo il seguente schema nell'analisi riciclo delle vescicole sinaptiche (Figura 2). Neurons sono immersi in una soluzione extracellulare contenente il colorante FM, permettendogli di essere ripreso in vescicole sinaptiche (SVs), in quanto costituiscono via endocitosi (colorazione). Il colorante viene poi lavata applicando una soluzione extracellulare priva di coloranti; questo rivela terminazioni nervose funzionali, cioè solo quelli sottoposti attivamente endocitosi conterrà un cluster di vescicole sinaptiche che vengono caricati con il colorante (Figura 2 in basso). Esocitosi successiva porta alla perdita del colorante FM allo spazio extracellulare e una perdita concomitante di fluorescenza (decolorante, dovuto sia alla departitioning ad un ambiente idrofilo e diffusione lontano dal sito di esocitosi). Pertanto le variazioni di intensità di fluorescenza FM sono indicatori di vescicole sinaptiche eso-ed endocitosi.

Coloranti FM sono stati utilizzati per macchiare e Destain le vescicole sinaptiche in vari organismi e preparati 2,3. Gli esempi includono neur mammifericulture onal 4-9, mammiferi fettine di cervello 10,11, giunzioni neuromuscolari 12,13, retina neuroni bipolari 14,15 e le cellule ciliate della coclea 16.

Tipicamente in tali esperimenti, sia di colorazione e decolorazione sono innescati da ampiamente stimolando i neuroni (attività evocata). Recentemente, tuttavia, riciclo delle vescicole sinaptiche in risposta alla stimolazione debole è stato anche analizzato, come ha riciclo in assenza di uno stimolo esterno (attività sinaptica spontanea e miniatura) 9,17-19. Attività sinaptiche spontanee e miniaturizzati sono definiti come quelle che si verificano in assenza di stimoli esterni, le prime riguardano la scarica spontanea dei potenziali d'azione (Figura 3). Queste attività sinaptiche deboli sono associati a piccoli cambiamenti nei segnali FM rispetto a quelli attivati ​​dalla stimolazione ampio. La misurazione richiede che le variazioni fl FMIntensità mento riflette accuratamente synaptic esocitosi delle vescicole o endocitosi ma le modifiche non artefatti di intensità. Una causa del manufatto è la presenza di marcatura non specifica della membrana plasmatica da coloranti FM. Washout graduale di questo componente comporti un cambiamento graduale nell'intensità di fluorescenza misurata, che sarà erroneamente attribuita ad attività sinaptica. Questo fattore può essere ridotto con metodi appropriati (vedi Protocol). La causa più notevole del manufatto è il photobleaching di colorante FM trattenuto all'interno vescicole sinaptiche. I cambiamenti Fotodecolorazione relativi a intensità FM devono essere piccoli in confronto ai biologiche (Synaptic) le modifiche che vengono misurati. Il recente sviluppo di telecamere sensibili, per esempio la fotocamera del dispositivo ad accoppiamento di carica-elettroni moltiplicando (EMCCD), permette di minimizzare photobleaching accorciando il tempo di esposizione e indebolendo l'intensità della luce usata per eccitare il fluoroforo. Un'altra causa del manufatto è a i driftn il livello di messa a fuoco del microscopio ottico. La deriva fuoco durante una sessione di imaging può essere causato da effetti meccanici o termici, e verrà erroneamente portare ad un cambiamento nell'intensità di fluorescenza misurata.

Qui si descrive protocolli e apparecchiature che consentono di utilizzare coloranti FM analizzare riciclo delle vescicole sinaptiche anche nell'ambito di stimolazione debole o non, in particolare, l'attività sinaptica miniatura. Mostriamo esempi di colorazione e decolorazione delle vescicole sinaptiche durante gli eventi evocati e spontanei, utilizzando colture di neuroni dell'ippocampo roditori, e di imaging la fase di decolorazione. Dimostriamo anche il modo di valutare il grado di FM colorante photobleaching, in assenza di eventuali perdite colorante FM a causa di attività sinaptica.

Protocol

1. Cultura primarie di neuroni dal cervello dei mammiferi Tutte le procedure sugli animali eseguiti in questo studio sono approvati dal Comitato Istituzionale cura degli animali e uso della University of Iowa. Preparare la coltura cellulare dissociata delle regioni CA3-CA1 dell'ippocampo di topi o ratti a giorni postnatali 0-1 19,20. Piastra le cellule dell'ippocampo sulle lamelle 12 mm (spessore numero 0) preconfigurate con lo strato alimentatore ratto gliali, …

Representative Results

Come esempio, mostriamo risultati rappresentativi per il decorso decolorante di vescicole sinaptiche (Figura 4). Neuroni dell'ippocampo in coltura sono state colorate con FM4-64 utilizzando l'attività sinaptica spontanea (fase 2.3) e lavato con una soluzione priva di colorante (soluzione di risciacquo 2). La rappresentazione mostra l'andamento iniziale tempo decolorante utilizzando attività spontanea (passo 5.3) (parte iniziale della linea continua, Figura 4A). Segue il de…

Discussion

Abbiamo descritto protocolli per la colorazione e decolorazione vescicole sinaptiche in risposta evocata, attività sinaptica spontanea e miniatura, e per l'imaging durante la fase di decolorazione. Oltre ai protocolli esistenti, abbiamo incluso un nuovo protocollo di osservare il decolorante FM basato su attività sinaptica miniatura. L'utilizzo di questi protocolli, abbiamo precedentemente identificato anomalie nei neuroni in coltura da un modello murino della malattia movimento distonia. In confronto alle lor…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori ringraziano i membri del laboratorio Harata per utili discussioni durante l'esecuzione di questo lavoro. Questo lavoro è stato finanziato da sovvenzioni dal American Heart Association, la distonia Fondazione di ricerca medica, l'Edward Mallinckrodt, Jr. Foundation, la National Science Foundation e la Fondazione Whitehall a NCH

Materials

Pulse generator AMPI Master-8
Isolated stimulator Digitimer DS3
Inverted microscope Nikon Eclipse TS100 This is used for assessing the cell morphology at low magnification.
Inverted microscope Nikon Eclipse TiE This is used for high-resolution fluorescence and transmitted light imaging, with minimal focus drift.
Objective lens Nikon Water-immersion lens is recommended. Oil-immersion lens is usable unless an imaged structure is deep from the coverslip surface (e.g. >10 μm).
Filter cube Nikon 77032509 490/20-nm ex, 510-nm dclp, 520-nm-LP em for FM1-43
Filter cube Nikon 77032809 490/20-nm ex, 510-nm dclp, 650-nm-LP em for FM4-64. 
EMCCD camera Andor Technology iXon EM+ DU-860 This EMCCD camera is used for high-sensitivity detection of fluorescence.
Liquid recirculating chiller Solid State Cooling Systems Oasis 160 This is used for continuously perfusing the camera with chilled water for maintaining a temperature of -80°C, and thereby reducing noise.
LED CoolLED-Custom Interconnect 490 nm  This light source is used for rapid on/off control of fluorescence excitation.
Image acquisition software Andor Technology Solis
Imaging chamber Warner Instruments RC-21BRFS
Fast perfusion system Warner Instruments SF-77B
CNQX Tocris Bioscience 1045
D,L-AP5 Tocris Bioscience 0106
Tetrodotoxin Tocris Bioscience 1069 Caution: toxic reagent. Handle with care.
FM1-43 Invitrogen T35356
Aldehyde-fixable FM1-43 (FM1-43FX) Invitrogen F35355
FM4-64 Invitrogen T13320
Aldehyde-fixable FM4-64 (FM4-64FX) Invitrogen F34653
Ionomycin Sigma-Aldrich I0634
Hanks’ balanced salt Sigma-Aldrich H2387
Minimum Essential Medium Invitrogen 51200-038 This solution does not contain phenol red that will interfere with fluorescence imaging.
Paraformaldehyde Electron Microscopy Sciences 15710 Caution: toxic reagent. Handle with care.
Sucrose Sigma-Aldrich S7903
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References

  1. Betz, W. J., Bewick, G. S. Optical analysis of synaptic vesicle recycling at the frog neuromuscular junction. Science. 255, 200-203 (1992).
  2. Gaffield, M. A., Betz, W. J. Imaging synaptic vesicle exocytosis and endocytosis with FM dyes. Nat. Protoc. 1, 2916-2921 (2006).
  3. Hoopmann, P., Rizzoli, S. O., Betz, W. J. . Imaging synaptic vesicle recycling by staining and destaining vesicles with FM dyes. , 77-83 (2012).
  4. Newton, J., Murthy, V. Measuring exocytosis in neurons using FM labeling. J. Vis. Exp. , (2006).
  5. Evans, G. J., Cousin, M. A. Simultaneous monitoring of three key neuronal functions in primary neuronal cultures. J. Neurosci. Methods. 160, 197-205 (2007).
  6. Cousin, M. A. Use of FM1-43 and other derivatives to investigate neuronal function. Curr. Protoc. Neurosci. 2, (2008).
  7. Clayton, E. L., Cousin, M. A. Quantitative monitoring of activity-dependent bulk endocytosis of synaptic vesicle membrane by fluorescent dextran imaging. J. Neurosci. Methods. 185, 76-81 (2009).
  8. Cheung, G., Cousin, M. A. Quantitative analysis of synaptic vesicle pool replenishment in cultured cerebellar granule neurons using FM dyes. J. Vis. Exp. , (2011).
  9. Welzel, O., Tischbirek, C. H., Kornhuber, J., Groemer, T. W. Pool-independent labelling of synaptic vesicle exocytosis with single vesicle resolution in rat hippocampal neurons. J. Neurosci. Methods. 205, 258-264 (2012).
  10. Winterer, J., Stanton, P. K., Muller, W. Direct monitoring of vesicular release and uptake in brain slices by multiphoton excitation of the styryl FM 1-43. Biotechniques. 40, 343-351 (2006).
  11. Kay, A. R. Imaging FM dyes in brain slices. Cold Spring Harb. Protoc. , (2007).
  12. Verstreken, P., Ohyama, T., Bellen, H. J. FM 1-43 labeling of synaptic vesicle pools at the Drosophila neuromuscular junction. Methods Mol. Biol. 440, 349-369 (2008).
  13. Amaral, E., Guatimosim, S., Guatimosim, C. Using the fluorescent styryl dye FM1-43 to visualize synaptic vesicles exocytosis and endocytosis in motor nerve terminals. Methods Mol. Biol. 689, 137-148 (2011).
  14. Guatimosim, C., von Gersdorff, H. Optical monitoring of synaptic vesicle trafficking in ribbon synapses. Neurochem. Int. 41, 307-312 (2002).
  15. Joselevitch, C., Zenisek, D. Imaging exocytosis in retinal bipolar cells with TIRF microscopy. J. Vis. Exp. , 1305 (2009).
  16. Griesinger, C. B., Richards, C. D., Ashmore, J. F. FM1-43 reveals membrane recycling in adult inner hair cells of the mammalian cochlea. J. Neurosci. 22, 3939-3952 (2002).
  17. Sara, Y., Virmani, T., Deak, F., Liu, X. An isolated pool of vesicles recycles at rest and drives spontaneous neurotransmission. Neuron. 45, 563-573 (2005).
  18. Wilhelm, B. G., Groemer, T. W., Rizzoli, S. O. The same synaptic vesicles drive active and spontaneous release. Nat. Neurosci. 13, 1454-1456 (2010).
  19. Kakazu, Y., Koh, J. Y., Iwabuchi, S., Gonzalez-Alegre, P., Harata, N. C. Miniature release events of glutamate from hippocampal neurons are influenced by the dystonia-associated protein torsinA. Synapse. 66, 807-822 (2012).
  20. Kakazu, Y., Koh, J. Y., Ho, K. W., Gonzalez-Alegre, P., Harata, N. C. Synaptic vesicle recycling is enhanced by torsinA that harbors the DYT1 dystonia mutation. Synapse. 66, 453-464 (2012).
  21. Kavalali, E. T., Klingauf, J., Tsien, R. W. Activity-dependent regulation of synaptic clustering in a hippocampal culture system. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 96, 12893-12900 (1999).
  22. Willig, K. I., Rizzoli, S. O., Westphal, V., Jahn, R., Hell, S. W. STED microscopy reveals that synaptotagmin remains clustered after synaptic vesicle exocytosis. Nature. 440, 935-939 (2006).
  23. Nosyreva, E., Kavalali, E. T. Activity-dependent augmentation of spontaneous neurotransmission during endoplasmic reticulum stress. J. Neurosci. 30, 7358-7368 (2010).
  24. Ryan, T. A., Smith, S. J. Vesicle pool mobilization during action potential firing at hippocampal synapses. Neuron. 14, 983-989 (1995).
  25. Ryan, T. A., Smith, S. J., Reuter, H. The timing of synaptic vesicle endocytosis. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93, 5567-5571 (1996).
  26. Harata, N., et al. Limited numbers of recycling vesicles in small CNS nerve terminals: implications for neural signaling and vesicular cycling. Trends Neurosci. 24, 637-643 (2001).
  27. Klingauf, J., Kavalali, E. T., Tsien, R. W. Kinetics and regulation of fast endocytosis at hippocampal synapses. Nature. 394, 581-585 (1998).
  28. Richards, D. A., Bai, J., Chapman, E. R. Two modes of exocytosis at hippocampal synapses revealed by rate of FM1-43 efflux from individual vesicles. J. Cell Biol. 168, 929-939 (2005).
  29. Kay, A. R., et al. Imaging synaptic activity in intact brain and slices with FM1-43 in C. elegans, lamprey, and rat. Neuron. 24, 809-817 (1999).
  30. Darcy, K. J., Staras, K., Collinson, L. M., Goda, Y. An ultrastructural readout of fluorescence recovery after photobleaching using correlative light and electron. 1, 988-994 (2006).
  31. Moulder, K. L., Jiang, X., Taylor, A. A., Benz, A. M., Mennerick, S. Presynaptically silent synapses studied with light microscopy. J. Vis. Exp. , (2010).
  32. Pyle, J. L., Kavalali, E. T., Choi, S., Tsien, R. W. Visualization of synaptic activity in hippocampal slices with FM1-43 enabled by fluorescence quenching. Neuron. 24, 803-808 (1999).
  33. Harata, N. C., Choi, S., Pyle, J. L., Aravanis, A. M., Tsien, R. W. Frequency-dependent kinetics and prevalence of kiss-and-run and reuse at hippocampal synapses studied with novel quenching methods. Neuron. 49, 243-256 (2006).
  34. Piedras-Renteria, E. S., et al. Presynaptic homeostasis at CNS nerve terminals compensates for lack of a key Ca2+ entry pathway. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 3609-3614 (2004).
  35. Rosenmund, C., Stevens, C. F. Definition of the readily releasable pool of vesicles at hippocampal synapses. Neuron. 16, 1197-1207 (1996).
  36. Pyle, J. L., Kavalali, E. T., Piedras-Renteria, E. S., Tsien, R. W. Rapid reuse of readily releasable pool vesicles at hippocampal synapses. Neuron. 28, 221-231 (2000).
  37. Kawano, H., et al. Long-term culture of astrocytes attenuates the readily releasable pool of synaptic vesicles. PLoS ONE. 8, (2012).
  38. Harata, N., Katayama, J., Takeshita, Y., Murai, Y., Akaike, N. Two components of metabotropic glutamate responses in acutely dissociated CA3 pyramidal neurons of the rat. Brain Res. 711, 223-233 (1996).
  39. Kira, T., Harata, N., Sakata, T., Akaike, N. Kinetics of sevoflurane action on GABA- and glycine-induced currents in acutely dissociated rat hippocampal neurons. Neuroscience. 85, 383-394 (1998).
  40. Harata, N., Katayama, J., Akaike, N. Excitatory amino acid responses in relay neurons of the rat lateral geniculate nucleus. Neuroscience. 89, 109-125 (1999).
  41. Albeanu, D. F., Soucy, E., Sato, T. F., Meister, M., Murthy, V. N. LED arrays as cost effective and efficient light sources for widefield microscopy. PLoS ONE. 3, e2146 (2008).
  42. Neves, G., Lagnado, L. The kinetics of exocytosis and endocytosis in the synaptic terminal of goldfish retinal bipolar cells. J. Physiol. 515, 181-202 (1999).
  43. Mazzone, S. B., et al. Fluorescent styryl dyes FM1-43 and FM2-10 are muscarinic receptor antagonists: intravital visualization of receptor occupancy. J. Physiol. 575, 23-35 (2006).
  44. Gale, J. E., Marcotti, W., Kennedy, H. J., Kros, C. J., Richardson, G. P. FM1-43 dye behaves as a permeant blocker of the hair-cell mechanotransducer channel. J. Neurosci. 21, 7013-7025 (2001).
  45. Li, D., Herault, K., Oheim, M., Ropert, N. FM dyes enter via a store-operated calcium channel and modify calcium signaling of cultured astrocytes. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 21960-21965 (2009).
  46. Crumling, M. A., et al. P2X antagonists inhibit styryl dye entry into hair cells. Neuroscience. 161, 1144-1153 (2009).
  47. Zhu, Y., Stevens, C. F. Probing synaptic vesicle fusion by altering mechanical properties of the neuronal surface membrane. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 18018-18022 (2008).
  48. Thiagarajan, T. C., Lindskog, M., Tsien, R. W. Adaptation to synaptic inactivity in hippocampal neurons. Neuron. 47, 725-737 (2005).
  49. Miesenböck, G., De Angelis, D. A., Rothman, J. E. Visualizing secretion and synaptic transmission with pH-sensitive green fluorescent proteins. Nature. 394, 192-195 (1998).
  50. Li, H., et al. Concurrent imaging of synaptic vesicle recycling and calcium dynamics. Front. Mol. Neurosci. 4, 34 (2011).
  51. Raingo, J., et al. VAMP4 directs synaptic vesicles to a pool that selectively maintains asynchronous neurotransmission. Nat. Neurosci. 15, 738-745 (2012).
  52. Martens, H., et al. Unique luminal localization of VGAT-C terminus allows for selective labeling of active cortical GABAergic synapses. J. Neurosci. 28, 13125-13131 (2008).
  53. Hua, Y., Sinha, R., Martineau, M., Kahms, M., Klingauf, J. A common origin of synaptic vesicles undergoing evoked and spontaneous fusion. Nat. Neurosci. 13, 1451-1453 (2010).
  54. Hua, Y., et al. A readily retrievable pool of synaptic vesicles. Nat. Neurosci. 14, 833-839 (2011).
  55. Groemer, T. W., Klingauf, J. Synaptic vesicles recycling spontaneously and during activity belong to the same vesicle. 10, 145-147 (2007).
  56. Moulder, K. L., et al. A specific role for Ca2+-dependent adenylyl cyclases in recovery from adaptive presynaptic silencing. J. Neurosci. 28, 5159-5168 (2008).
  57. Crawford, D. C., Jiang, X., Taylor, A., Moulder, K. L., Mennerick, S. Differential requirement for protein synthesis in presynaptic unmuting and muting in hippocampal glutamate terminals. PLoS ONE. 7, (2012).
  58. Henkel, A. W., Lubke, J., Betz, W. J. FM1-43 dye ultrastructural localization in and release from frog motor nerve terminals. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93, 1918-1923 (1996).
  59. Harata, N., Ryan, T. A., Smith, S. J., Buchanan, J., Tsien, R. W. Visualizing recycling synaptic vesicles in hippocampal neurons by FM 1- 43 photoconversion. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 98, 12748-12753 (2001).
  60. Opazo, F., Rizzoli, S. O. Studying synaptic vesicle pools using photoconversion of styryl dyes. J. Vis. Exp. , (2010).
  61. Schikorski, T. Monitoring rapid endocytosis in the electron microscope via photoconversion of vesicles fluorescently labeled with FM1-43. Methods Mol. Biol. 657, 329-346 (2010).
  62. Hoopmann, P., Rizzoli, S. O., Betz, W. J. FM dye photoconversion for visualizing synaptic vesicles by electron microscopy. Cold Spring Harb. Protoc. 2012, 84-86 (2012).
  63. Schote, U., Seelig, J. Interaction of the neuronal marker dye FM1-43 with lipid membranes. Thermodynamics and lipid ordering. Biochim. Biophys. Acta. 1415, 135-146 (1998).
  64. Harata, N. C., Aravanis, A. M., Tsien, R. W. Kiss-and-run and full-collapse fusion as modes of exo-endocytosis in neurosecretion. J. Neurochem. 97, 1546-1570 (2006).

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Iwabuchi, S., Kakazu, Y., Koh, J., Goodman, K. M., Harata, N. C. Examination of Synaptic Vesicle Recycling Using FM Dyes During Evoked, Spontaneous, and Miniature Synaptic Activities. J. Vis. Exp. (85), e50557, doi:10.3791/50557 (2014).
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