Summary
Här ger vi en detaljerad beskrivning av proceduren för att inducera colonoscopic-guidad pinch biopsier hos möss och spåra sår stängning i realtid. Dessutom tillhandahålls metoder för beredning av vävnader för histologiska, immunohistokemiska och molekylära analyser av sårbädden.
Abstract
Att förstå de vävnads- och cellförändringar som uppstår i det akuta skadesvaret samt under sårläkningsprocessen är av största vikt när man studerar sjukdomar i mag-tarmkanalen (GI). Den murinkoloniska nypbiopsimodellen är ett användbart verktyg för att definiera dessa processer. Dessutom kan samspelet mellan tarmens luminala innehåll (t.ex. mikrober) och tjocktarmen studeras. Sårinduktion och förmågan att spåra sårstängning över tid på ett tillförlitligt sätt kan dock vara utmanande. Dessutom måste vävnad beredning och orientering utföras på ett standardiserat sätt för att optimalt förhöra histologic och molekylära förändringar. Här presenterar vi en detaljerad metod som beskriver biopsi-inducerad skada och övervakning av sår stängning genom upprepade koloskopier. Ett tillvägagångssätt beskrivs som säkerställer konsekventa och reproducerbara mätningar av sårstorlek, förmågan att samla sårbädden för molekylära analyser samt visualisera sårbädden vid sektionering av vävnader. Förmågan att framgångsrikt utföra dessa tekniker möjliggör studier av akut skada svar, sårläkning och luminal-värd interaktioner inom tjocktarmen.
Introduction
Mag-tarmkanalen (GI) är ett komplext organsystem med tanke på dess flera funktioner, värdcellstyper (t.ex. epitelial, immun, stromal, etc.) samt biljoner mikrober. Mot bakgrund av denna komplexitet innebär sjukdomar i mag-tarmkanalen ofta samspelet mellan alla dessa faktorer. Till exempel är inflammatoriska tarmsjukdomar (IBD) förknippade med cykler av inflammation och eftergift i MAG-tarmkanalen, vilket innebär aktivering av inflammatoriska celler, dysbios och epitelreparation1,2,3,4,5,6,7. Att ha lämpliga modellsystem för att studera IBD och andra inflammatoriska tillstånd i mag-tarmkanalen är avgörande för att belysa patogenesen vid sjukdom. Flera modeller finns för att studera IBD patogenes inklusive genetiskt konstruerade möss och användning av kemikalier som dextran natriumsulfat (DSS) hos gnagare8,9,10. Begränsningar av dessa modeller inkluderar en oförmåga att exakt kontrollera induktion av inflammation samt svårigheter att utvärdera sårläkning. Alternativa metoder för att efterlikna aspekter av IBD patogenes kan visa sig vara användbara för att utveckla terapier.
Colonoscopic-guidad pinch tarmbiopsier hos möss erbjuder ett användbart modellsystem för att studera patogenesen vid inflammatoriska svaret, sårläkning, liksom värd-mikrob interaktioner i tjocktarmen. Detta tillvägagångssätt användes först som ett experimentellt verktyg 2009, vilket visade dess nytta för att studera det akuta inflammatoriska svaret och sårläkning itarmen 11. Efterföljande studier använde denna teknik för att utvärdera rollerna för olika signalvägar samt tarmfloran, i colonicsårläkning 11,12,13,14,15,16,17,18. Mer nyligen använde vår grupp denna modell för att undersöka vikten av sphingosine-1-fosfat signalering och bakterier i det akuta svaret på colonic skada19. Även om det är användbart, att utföra colonoscopic-guidad nypa tarmbiopsier hos möss och utvärdera efterföljande vävnad förändringar kan vara tekniskt utmanande. Till exempel kan perforering av tarmen uppstå vid induktion av skada och säkerställa konsekventa mätningar av sårbädden genom seriella koloskopier kan vara svårt. Dessutom kan orientering av kolonvävnaden ordentligt för att visualisera sårbädden för histologiska eller immunohistokemiska analyser vara utmanande. Även om viss information finns om dessa metoder18,20, kommer en exakt stegvis beskrivning av dessa tekniker längs visuella hjälpmedel att förbättra tillförlitligheten och bredare nyttan av denna modell. Här presenterar vi en detaljerad metod för att utföra colonoscopic-guidad pinch biopsier hos möss, spåra sår stängning över tiden och förbereda vävnaden för att möjliggöra histologic och molekylära analyser av sårbädden. Att skapa en standardmetod för att utföra dessa tekniker kan utöka användningen av denna modell för att studera tidigare oundervärderade medlare som potentiellt är viktiga för GI-inflammation och sårreparation.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla procedurer som beskrivs här godkändes av Weill Cornell Medicine kommitté för institutionell djurvård och användning." Till: "Alla procedurer som beskrivs här godkändes av de institutionella djurvårds- och användningskommittéerna för Weill Cornell Medicine och Stony Brook University.
1. Koloskopi och sårinduktion
- Förmontera endoskopets komponenter genom att först föra in det 1,9 mm styva borrhåls endoskopet i mantlar (figur 1A-B). Fäst luftpumpen (för att ge colonic insufflation) med hjälp av den medföljande slangen, på gasventilen på vänster sida av mantlen bredvid arbetskanalen (Figur 1C).
OBS: Även om linsen som beskrivs här är 0°, kan en 30° lins också användas för detta ändamål. - Se till att arbetskanalen är i öppet läge och för in 3 Fr biopsi tång genom arbetskanalen och för fram den till slutet av mantel (samtidigt som du ser till att den inte sticker ut ur mantel) (Figur 1C). Fäst det monterade endoskopet på ljuskällan och videoavbildningsenheten enligt tillverkarens instruktioner.
- Söv musen med 5% isofluran med syre i en induktionskammare. Flytta sedan musen till en endoskopisk iscensättningsplattform som innehåller ett värmesystem (för att förhindra hypotermi) på sin ventrala sida och behåll under anestesi med en näskon med 2% isofluran med syre. Tillsätt veterinärsalva i ögonen för att förhindra torrhet under narkos. Se till att musen är helt sövd genom att försiktigt nypa bakfoten för att testa för en reflex.
OBS: Varje stam eller något av mössens kön kan användas med denna teknik; Det är dock att föredra att möss är minst 8 veckor gamla så de är tillräckligt stora för proceduren.- Tillsätt veterinärsalva i ögonen för att förhindra torrhet under narkos.
- Se till att musen är helt sövd genom att försiktigt nypa bakfoten för att testa för en reflex.
- Fyll en 3 ml spruta med en fäst råttkotanål med fosfatbuffrad saltlösning (PBS). Sätt in nålen ca 1 cm i musens anus och infusera försiktigt PBS för att rensa fekalt material. Flera fekal pellets bör lämna musen tillsammans med PBS som infunderades.
OBS: Instillation av en överdriven volym PBS kan resultera i skumbildning i lumen som kan skymma visningen av lumen. - Sätt in det monterade endoskopet 0,5 cm i musens anus. För fram biopsitångarna i ändtarmens lumen tills tångens fulla"käftar"(inklusive gångjärn) är bortom ändtelns ände (som observerats på videomonitorn) ( Kompletterande video 1 ). Vrid tången 90° så att käftarna öppnas i öst-västlig riktning (Kompletterande video 1).
- För biopsi, öppna tången och avancera cirka 1 cm, stäng tången och dra snabbt tillbaka tången i en slät rörelse samtidigt som de stängs (Kompletterande video 1).
- Undvik att helt kväva tjocktarmen när du utför biopsin. Lämna därför gasventilens högra sida öppen under detta steg; även om det bör noteras att vid öppnandet av tången finns det risk för att slemhinnan skadas när tjocktarmen är i detta läge.
2. Visualisera och mäta sårbädden
- Initiera videoinspelning omedelbart efter biopsi genom att trycka på fotpedalen som är fäst vid koloskopinspelningsenheten. Helt insufflate kolonet genom att trycka fast ett pekfinger mot gasventilens högra sida för att helt täcka öppningen för att tvinga luften in i endoskopet och därmed in i tjocktarmen.
OBS: Även om detta protokoll beskriver användningen av en luftpump där luftflödet styrs manuellt, kan en peristaltisk pump med kontrollerad lufttillförsel också användas. - För fram tången tillbaka ut ur manteln och in i ändtarmslumen medan du är i stängt läge (Kompletterande video 1). Placera tången mot ändtarmsväggen omedelbart ovanför såret tills käftarnas botten är i linje med det övre kanten av visningsfältet (Bild 2 & Kompletterande Video 1). Fortsätt att helt kväva tjocktarmen tills en klar bild av såret kan observeras.
OBS: Var noga med att förlänga tången tillräckligt långt för att endast avslöja tångens käkar upp till basen för varje mus som undersöks för att säkerställa ett konsekvent avstånd mellan endoskopets lins och lesionen (Figur 2, vit pil). - Om du utför tarmbiopsier på flera möss samma dag, ta bort den biopsierade vävnaden från föregående mus från tången (med hjälp av den medföljande rengöringsborsten) och torka av linshylsan med 70% etanol för att rengöra den innan du inducerar ett sår i nästa mus.
OBS: Även om detta protokoll beskriver utförandet av en enda biopsi per mus, kan flera tarmbiopsier utföras på en enda mus förutsatt att vävnaden som tas från den tidigare biopsin avlägsnas från tången för att säkerställa att en fullständig biopsi kan tas på efterföljande tarmbiopsier. - Placera musen i ett burhåla av andra möss och ovanpå en handduk för att hålla luftvägarna fria tills den återhämtar sig från anestesin efter att proceduren har slutförts. Övervaka musen för att säkerställa att den återhämtar sig från anestesin enligt vad som indikeras genom att återfå aktivitet.
OBS: Två personer är skyldiga att inducera såret och visualisera sårbädden dag 0 (en använder endoskopet och den andra använder biopsi tången) men endast en individ behövs för att visualisera sår på efterföljande dagar (som beskrivs nedan). - Följ samma procedur för beredning av musen och koloskopin för efterföljande sårmätningar (vanligtvis dag 2, 4 och 6 efter biopsi), enligt beskrivningen ovan i avsnitten 1.1-1.4, med undantag för induktion av såret.
- Placera sårbädden på videomonitorn vid dessa tidpunkter efter att endoskopet har förts in och för fram biopsitångarna (i stängt läge) till omedelbart ovanför sårbädden, insufflat tjocktarmen och initiera videoinspelning enligt beskrivningen i avsnitten 2.1 och 2.2 (Figur 2).
OBS: Det kan vara svårt att hitta sårbädden mer än 6 dagar efter biopsi. - För fram tången i lumen på dessa efterföljande dagar till samma avstånd som på dag 0 för att säkerställa ett konsekvent avstånd mellan endoskopets lins och lesionen över dagar. Att säkerställa ett konsekvent avstånd mellan linsen och lesionen kommer att förbättra noggrannheten i mätningarna över tid.
OBS: En individ kan utföra mätningar på dessa dagar (endoskopet manövreras med höger hand och biopsitångarna är avancerade med vänster hand). - När alla mätningar är klara öppnar du videoinspelningarna av seriella koloskopier i videoredigeringsprogram som gör det möjligt att skapa stillbilder från video.
- För videon till en ram som visar en tidpunkt då sårbädden lätt kan visualiseras, de stängda tångarna är ovanför sårbädden och mot rektalväggen och väggen är spänd. Ta en ögonblicksbild av denna ram och koda filnamnet för att säkerställa att mätningar av sårbäddarna utförs på ett förblindat sätt.
- Öppna bilderna med kodade filnamn i NIH ImageJ för att kvantifiera storleken på sårbädden. Välj Ange mått under fliken Analysera och markera rutan Område.
- Välj verktyget Frihandsval på huvudmenyraden och rita en omkrets runt såret (se figur 2). Under fliken Analysera väljer du Mått och värdet på det måttet fylls automatiskt i i fönstret Resultat.
- Exportera resultaten till ett kalkylblad när du har slutfört måtten för alla bilder genom att välja Spara som under fliken Arkiv i fönstret Resultat och ändra tillägget till att bli en kalkylbladsfil.
- Beräkna sårets storlek dagar efter induktion av såret (dvs. dag 2, 4 och 6) i förhållande till storleken på dag 0 (omedelbart efter sårning) i ett kalkylblad. Uppnå detta genom att dela storleken på såret varje dag med sårets storlek på dag 0 och konvertera det värdet till en procentsats.
OBS: Under normala förhållanden med denna metod för koloskopisk visning observeras den största stängningen av såret efter de första 2 dagarna (~ 75% minskning i storlek) med mer gradvis stängning dag 4 och 6 (~ 80% respektive ~ 95% minskning av storleken).
3. Insamling av sårbädden för molekylär analys
- Avliva musen med CO2 kvävning följt av massundersökning förskjutning (eller motsvarande teknik) på den valda dagen efter biopsi.
- Skörda tjocktarmens distala region genom att öppna huden och bukmuskeln för att exponera kroppshålan. Placera sluten sax under tjocktarmen och lyft försiktigt för att frigöra den från det underliggande mesenteri och skär sedan tjocktarmen vid dess mittpunkt och vid anusen för att ta bort den från musen.
- Spola fekalt innehåll med hjälp av en råtta gavagenål fäst vid en 20 ml spruta fylld med iskall 1x PBS och lägg sedan kolonet på filterpapper.
- Skär upp tjocktarmen längsgående på filterpapper och se till att den mesenteriiska sidan är vänd nedåt mot filterpapperet. Applicera 0,2% metylenblått på slemhinnan med hjälp av ett klämrör medan vävnaden fortfarande finns på filterpapperet och dränera sedan av överskott av metylenblått. Visa tjocktarmen under ett dissekerande mikroskop och leta reda på sårbädden (figur 3A).
- Använd 4 tums mikro irissax, skär runt kanten av sårbädden (Figur 3A, streckad cirkel) var försiktig så att du inte skär i muskelskiktet (om inte muskeln önskas) och överför den dissekerade sårbädden till ett rör med hjälp av finpunkts pincett för snapfrysning eller önskad lagringsmetod.
OBS: Mängden vävnad som samlas in på detta sätt är tillräcklig för att extrahera RNA för RNA-seq eller motsvarande analys.
4. Beredning av vävnad för histologisk analys
- Avliva musen och skörda tjocktarmen enligt beskrivningen i steg 3.1-3.2.
- Skär upp tjocktarmen längsgående på filterpapper och se till att den mesenteriiska sidan är vänd nedåt mot filterpapperet. Applicera försiktigt 4% paraformaldehyd (eller fixativ av val) med hjälp av en klämrör och täck vävnaden med parafilm. Lämna platt i en förseglad behållare i 4-6 timmar.
- Överför vävnader till 70% etanol för lagring. När du är redo att bearbeta vävnaderna, ta bort parafilm och applicera 0,2% metylenblått på slemhinnan med en klämrör medan vävnaden fortfarande är på filterpapper. Dränera sedan av överskott av metylenblått.
- Visa tjocktarmen under ett dissekerande mikroskop och leta reda på sårbädden (figur 3A). Använd en skalpell med ett #10-blad, skär direkt genom mitten av sårbädden och fortsätt att skära genom resten av tjocktarmen i en rak linje, så att tjocktarmen har skurits i hälften, längdmässigt (Figur 3A, svart linje).
- Bearbeta tjocktarmen och sedan paraffininbäddning (antingen en eller båda sidor som återstår efter skärning) så att sidan som skars av skalpellen (sidan som var centrum för sårbädden före bisection) är vänd nedåt i paraffin. Fortsätt till att skära sektioner och färgning för önskade fläckar eller tillverkare.Proceed to cutting sections and staining for desired stain(s) or maker(s).
- Om kryosections krävs för en viss färgning, skörda tjocktarmen enligt beskrivningen i steg 3.1 och öppna längsgående på filterpapper, vilket säkerställer att den mesenteriiska sidan är vänd nedåt mot filterpapperet.
- Dela sårbädden i det nyskördade tjocktarmen enligt beskrivningen i steg 4.5 och bädda in tjocktarmen (antingen en eller båda sidor som återstår efter skärning) så att sidan som skars av skalpellen är vänd nedåt i en basform halvfylld med vävnadsfrysningsmedium.
- Säkra vävnaden på plats med fina pincett och placera basformen på en metallplatta ovanpå torris för att härda det iskalla mediet. När den nedre delen av mediet är frusen (och vävnaden hålls på plats), släpp vävnaden och fyll den återstående volymen av basformen med frysmedel och placera tillbaka på torr is.
- När hela volymen frysmedel har frusit, överför till en -80 °C frys tills sektionering.
- För paraffin eller frysta sektioner, skär och färga ytterligare sektioner av H&E för att säkerställa att sårbädden har fångats på sektionen innan du fortsätter till studiespecifik färgning. Figur 3B visar ett exempel på en sektion där sårbädden tydligt kan observeras.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De små föremål (lins, mantlar, biopsitångar) som behövs för att utföra tarmbiopsier visas i figur 1 tillsammans med indikatorer på korrekt montering av dessa komponenter. Figur 2 visar representativa bilder av godtagbara vyer av sårbädden för att exakt kvantifiera sårbäddens storlek och sårets stängningshastighet. Ett exempel på en ex vivo-vy av sårbädden visas i figur 3A inklusive indikatorer på sårbäddens omkrets (som anger regionen för punktskatt för molekylär analys) och var vävnaden ska skäras för att möjliggöra visualisering av sårbädden vid sektionering. Figur 3B visar en representativ bild av en H&E-färgad sektion där sårbädden tydligt kan observeras. Kompletterande video 1 ger en vy över biopsiproceduren inifrån musens kolon.
Figur 1: Föremål som behövs för att utföra tarmbiopsier. a)Bild av lins a, mantel (b) och biopsi tång c. B)Förinsättning av linsen i hylsan. c)Införande av tång genom mantelens arbetskanal (heldragen pil). Streckad pil anger rätt plats för fastsättning av luftpump. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 2: Colonoscopic bilder av sårbädd efter biopsi. Stillbilder skapades från videoinspelningar av koloskopier omedelbart efter biopsi (dag 0) och 2, 4 och 6 dagar senare. Blå linjer indikerar kanterna på sårbäddarna vid varje tidpunkt. Pilen anger den korrekta förlängningslängden av tången i lumen för att säkerställa korrekt avstånd från linsen till rektalväggen, för att säkerställa konsekventa mätningar av sårbädden över tiden. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 3: Ex vivo och sektionerade bilder av sårbädd. A)Ett kolon skördades från en mus 2 dagar efter biopsi, färgat med 0,2% metylenblått och avbildat under ett dissekerande mikroskop. Den streckade cirkeln anger kanterna på sårbädden. Den svarta linjen anger rätt plats för att dela sårbädden/tjocktarmen före inbäddning för sektionering. B)Representativ bild av en H&E-färgad del av en sårbädd. Asterisker indikerar sårbädd och pilar indikerar intakta krypter intill sårbädden som indikerar gränserna för den skadade regionen. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Kompletterande video 1: Biopsi förfarande och sår säng imaging. Klicka här för att ladda ner den här videon.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Att säkerställa konsekventa och exakta tarmbiopsier samt mätningar av sårstorlek är av största vikt när man försöker effektivt utvärdera sårförslutningen i denna modell. Därför bör flera åtgärder vidtas för att vara säkra på att förfarandena genomförs korrekt. För det första får biopsins djup inte vara för grunt eller djupt. Om det är för grunt kommer det inte att finnas ett tillräckligt fönster för att utvärdera sårstängningen. Figur 2 visar ett optimalt biopsidjup och storlek dag 0. Notera den tydliga skillnaden mellan slemhinnan runt sårbädden och vävnaden som finns kvar under sårbädden (figur 2). Om biopsin är för djup kan perforering uppstå vilket resulterar i en odevalverad mus. Vid kvävning efter biopsi på dag 0, om musens buk blir allvarligt distended, perforering har inträffat och musen kan inte användas för utvärdering och bör avlivas. Det är bra om samma individ utför tarmbiopsierna för en viss studie för att ytterligare säkerställa konsistens. För det andra är det viktigt att utföra biopsin i ändtarmen och inte i en mer proximal region. Med tanke på att ändtarmen är tjockare än mer proximala regioner i tjocktarmen, finns det en markant minskad risk för perforering. Ett märke bör göras på utsidan av manteln 0,5 cm från änden och endoskopet bör endast sättas in fram till den punkten för att säkerställa att biopsitångarna inte sträcker sig utanför ändtarmen. För det tredje är det viktigt att ha rätt mängd insufflation både under biopsin och för att visualisera sårbädden. Under biopsi, om tjocktarmen är för distended koloniväggen kommer att vara för spänd och det kommer inte att finnas en tillräcklig mängd slemhinna till biopsi. Därför föreslås att individen som använder endoskopet inte trycker sitt pekfinger mot gasventilens öppna ände, för att möjliggöra minimalt luftflöde in i tjocktarmen. Det motsatta tillvägagångssättet bör dock användas vid visualisering av sårbäddar för mätning av sårstorlek. När såret är placerat, insufflatera tjocktarmen helt genom att trycka pekfingret ordentligt mot gasventilens öppna ände och håll den där tills en önskad vy erhålls. Colonic väggen bör vara så spänd som möjligt för detta ändamål. Observera att fullständig insufflation av tjocktarmen är viktigt för att också säkerställa konsekventa laterala vyer av sårbädden. Slutligen är det viktigt att se till att ett konsekvent avstånd upprätthålls mellan linsen och såret för att möjliggöra exakta mätningar över flera koloskopier hos samma möss. Ett närmare avstånd kommer artificiellt att få sårbädden att verka större än den är och ett längre avstånd kommer att göra att den verkar mindre. Därför är det till stor hjälp att använda biopsitångarna som en guide för att hålla avstånd.
Förutom de viktigaste övervägandena att ta hänsyn till när du använder denna modell finns det fler mindre punkter att vara medveten om som också kan påverka förmågan att utföra denna procedur effektivt. Det bör till exempel göras säkert att kolonlumen är tydlig när man utför koloskopier. Även om fekalt material rensas genom spolning med PBS, kan ytterligare material sjunka ner i ändtarmen efter att endoskopet har förts in. Dessutom, när man visualiserar sårbädden omedelbart efter biopsi, kan blod skymma fältet. Därför är det ibland nödvändigt att ta bort endoskopet från ändtarmen, spola tjocktarmen med PBS för att rensa det luminala blodet och sätt tillbaka endoskopet för att visualisera sårbädden. I vissa fall kan blod och annat luminalt innehåll fastna på linsen och skymda fältet. I dessa fall ska endoskopet tas bort från musen och linsen ska torkas med borsten innan du fortsätter avbildningen.
Före tillkomsten av den koloskopisk-guidade pinch biopsi modellen, hade forskare begränsade modellsystem för att undersöka colonic sårläkning. Ett tillvägagångssätt var att utvärdera återhämtningen från exponering för kemiska inducerare av colonic skada såsom DSS8. Detta tillvägagångssätt medger dock inte exakt kontroll av omfattningen av skada som induceras eller platsen för skadan i hela tjocktarmen. Dessutom kan exakta mätningar av slemhinnor i realtid vara utmanande med dessa kemiska modeller. Även om det är användbart har biopsimodellen också begränsningar. Till exempel är operatörer begränsade till att utföra sår i det distala tjocktarmen. Denna begränsning förhindrar studier av små intestinala ulceration, en viktig klinisk fråga. Dessutom, även om denna teknik rekapitulerar vissa aspekter av IBD patogenes, Det kan inte betraktas som en sann modell av denna sjukdom. Av teknisk hänsyn kan det vara utmanande att inducera konsekventa sårstorlekar över möss, generera utvärderingsbara sår eller hitta sårbäddar i de senare stadierna av sårläkningsprocessen. När man tar hänsyn till dessa punkter är det lämpligt att börja studier med ytterligare möss för att ta hänsyn till förlusten av ovärderade prover.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av bidrag från Crohn's and Colitis Foundation (D.C.M) och New York Crohn's Foundation (D.C.M. och A.J.D.). Författarna tackar Carmen Ferrara för hjälp med att skapa video ackompanjemang till denna artikel.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Biopsy forceps, 3 Fr | Karl Storz | 61071ZJ | |
| Coloview Tower system | Karl Storz | contact company | |
| Examination sheath, 9 Fr, Kit | Karl Storz | 61029DK | |
| Hopkins telescope, 0', 1.9 mm x 10 cm | Karl Storz | 64301AA | |
| isofluorane | Covetrus | 2905 | |
| methylene blue | Sigma-Aldrich | M9140 | |
| micro iris scissors | Integra | 18-1619 | |
| NIH ImageJ | NIH | N/A | software available for free download from: https://imagej.nih.gov/ij/ |
| Pawfly MA-60 aquarium pump | Amazon | N/A | |
| scalpal with #10 blade | Hill-Rom | 372610 |
References
- Boal Carvalho, P., Cotter, J. Mucosal Healing in Ulcerative Colitis: A Comprehensive Review. Drugs. 77 (2), 159-173 (2017).
- Chen, M. L., Sundrud, M. S. Cytokine Networks and T-Cell Subsets in Inflammatory Bowel Diseases. Inflammatory Bowel Diseases. 22 (5), 1157-1167 (2016).
- Habtezion, A., Nguyen, L. P., Hadeiba, H., Butcher, E. C. Leukocyte Trafficking to the Small Intestine and Colon. Gastroenterology. 150 (2), 340-354 (2016).
- Halfvarson, J., et al. Dynamics of the human gut microbiome in inflammatory bowel disease. Nature Microbiology. 2, 17004 (2017).
- Johansson, M. E., et al. Bacteria penetrate the normally impenetrable inner colon mucus layer in both murine colitis models and patients with ulcerative colitis. Gut. 63 (2), 281-291 (2014).
- Luissint, A. C., Parkos, C. A., Nusrat, A. Inflammation and the Intestinal Barrier: Leukocyte-Epithelial Cell Interactions, Cell Junction Remodeling, and Mucosal Repair. Gastroenterology. 151 (4), 616-632 (2016).
- Pineton de Chambrun, G., Blanc, G., Peyrin-Biroulet, L. Current evidence supporting mucosal healing and deep remission as important treatment goals for inflammatory bowel disease. Expert Review of Gastroenterology & Hepatology. 10 (8), 915-927 (2016).
- Fung, K. Y., Putoczki, T. In Vivo Models of Inflammatory Bowel Disease and Colitis-Associated Cancer. Methods in Molecular Biology. 1725, 3-13 (2018).
- Jurjus, A. R., Khoury, N. N., Reimund, J. M. Animal models of inflammatory bowel disease. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 50 (2), 81-92 (2004).
- Mizoguchi, A., Takeuchi, T., Himuro, H., Okada, T., Mizoguchi, E. Genetically engineered mouse models for studying inflammatory bowel disease. Journal of Pathology. 238 (2), 205-219 (2016).
- Seno, H., et al. Efficient colonic mucosal wound repair requires Trem2 signaling. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (1), 256-261 (2009).
- Alam, A., et al. The microenvironment of injured murine gut elicits a local pro-restitutive microbiota. Nature Microbiology. 1, 15021 (2016).
- Alam, A., et al. Redox signaling regulates commensal-mediated mucosal homeostasis and restitution and requires formyl peptide receptor 1. Mucosal Immunology. 7 (3), 645-655 (2014).
- Kuhn, K. A., Manieri, N. A., Liu, T. C., Stappenbeck, T. S. IL-6 stimulates intestinal epithelial proliferation and repair after injury. PLoS One. 9 (12), 114195 (2014).
- Leoni, G., et al. Annexin A1, formyl peptide receptor, and NOX1 orchestrate epithelial repair. Journal of Clinical Investigation. 123 (1), 443-454 (2013).
- Manieri, N. A., et al. Mucosally transplanted mesenchymal stem cells stimulate intestinal healing by promoting angiogenesis. Journal of Clinical Investigation. 125 (9), 3606-3618 (2015).
- Miyoshi, H., Ajima, R., Luo, C. T., Yamaguchi, T. P., Stappenbeck, T. S. Wnt5a potentiates TGF-beta signaling to promote colonic crypt regeneration after tissue injury. Science. 338 (6103), 108-113 (2012).
- Neurath, M. F., et al. Assessment of tumor development and wound healing using endoscopic techniques in mice. Gastroenterology. 139 (6), 1837-1843 (2010).
- Montrose, D. C., et al. Colonoscopic-Guided Pinch Biopsies in Mice as a Useful Model for Evaluating the Roles of Host and Luminal Factors in Colonic Inflammation. American Journal of Pathology. 188 (12), 2811-2825 (2018).
- Bruckner, M., et al. Murine endoscopy for in vivo multimodal imaging of carcinogenesis and assessment of intestinal wound healing and inflammation. Journal of Visualized Experiments. (90), (2014).
