Summary
Aqui, descrevemos um método de monitoramento não invasivo envolvendo expressão de luciferase e proteína fluorescente verde em várias linhas de células cancerígenas de mama. Este protocolo fornece uma técnica para monitorar a formação de tumores e a colonização metastática em tempo real em camundongos.
Abstract
O câncer de mama é uma malignidade heterogênea frequente e a segunda principal causa de mortalidade em mulheres, principalmente devido à metástase de órgãos distantes. Vários modelos animais foram gerados, incluindo os modelos de camundongos ortotópicos amplamente utilizados, onde células cancerígenas são injetadas na almofada de gordura mamária. No entanto, esses modelos não podem ajudar a monitorar cinética de crescimento tumoral e colonização metastática. Ferramentas de ponta para monitorar células cancerígenas em tempo real em camundongos avançarão significativamente na compreensão da biologia tumoral.
Aqui, foram estabelecidas linhas de células cancerígenas de mama expressando a luciferase e a proteína fluorescente verde (GFP). Especificamente, esta técnica contém duas etapas sequenciais iniciadas pela medição da atividade luciferase in vitro e seguida pela implantação das células cancerosas em almofadas de gordura mamária de camundongos de imunodeficiência combinada (NOD-SCID) de nonobese. Após a injeção, tanto o crescimento do tumor quanto a colonização metastática são monitorados em tempo real pelo sistema de imagem de bioluminescência não invasiva. Em seguida, a quantificação das metástases expressas por GFP nos pulmões será examinada por microscopia de fluorescência para validar os resultados de bioluminescência observados. Este sofisticado sistema que combina ferramentas de detecção baseadas em luciferase e fluorescência avalia a metástase do câncer in vivo, que tem grande potencial para uso em terapêutica do câncer de mama e manejo de doenças.
Introduction
Os cânceres de mama são tipos frequentes de câncer em todo o mundo, com aproximadamente 250.000 novos casos diagnosticados a cada ano nos Estados Unidos1. Apesar de sua alta incidência, um novo conjunto de medicamentos anticancerígenos melhorou significativamente os resultados de pacientes com câncerde mama 2. No entanto, esses tratamentos ainda são inadequados, pois muitos pacientes experimentam recaída da doença e propagação metastática para órgãos vitais2, que é a principal causa de morbidade e mortalidade do paciente. Portanto, um dos principais desafios na pesquisa sobre câncer de mama é identificar os mecanismos moleculares que regulam a formação de metástases distais para desenvolver novos meios para inibir seu desenvolvimento.
A metástase do câncer é um processo dinâmico no qual as células se desprendem do tumor primário e invadem tecidos vizinhos através da circulação sanguínea. Assim, modelos animais em que as células sofrem uma cascata metastática semelhante podem facilitar a identificação dos mecanismos que regem esse processo 3,4. Além disso, esses modelos in vivo são essenciais para o desenvolvimento de agentes terapêuticos de câncer de mama 5,6. No entanto, esses modelos ortotópicos não podem indicar a cinética real do crescimento do tumor, pois o efeito só é determinado após o término. Por isso, estabelecemos uma ferramenta baseada em luciferase para detectar o desenvolvimento de tumores e a colonização metastática em tempo real. Além disso, essas células expressam GFP para detectar as colônias metastáticas. Esta abordagem é relativamente simples e não envolve nenhum procedimento invasivo3. Assim, combinar a detecção de luciferase e fluorescência é uma estratégia útil para avançar nos estudos pré-clínicos de terapêutica do câncer de mama e manejo de doenças.
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Protocol
Todos os experimentos com camundongos foram realizados sob o protocolo MD-21-16429-5, aprovado pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso da Universidade Hebraica. Além disso, a Universidade Hebraica é certificada pela Associação de Avaliação e Acreditação de Cuidados Com Animais Laboratoriais (AAALAC).
1. Manutenção da linha celular
NOTA: As linhas de células cancerígenas de mama humanas (MCF-7, MDA-MB-468 e MDA-MB-231) foram utilizadas neste protocolo.
- Cultura todas as linhas de células cancerígenas de mama no meio de Águia modificada (DMEM) modificada de Dulbecco, suplementada com 10% de soro bovino fetal (FBS) e 1% penicilina-estreptomicina a 37 °C em uma incubadora de dióxido de carbono umidificado (5% CO2).
NOTA: Verifique regularmente a densidade celular; dividir e expandir para uso futuro quando atingir 70% de confluência.
2. Preparação de vírus
- Trate as células HEK293T com 1 mL de trippsina até que se desprendem.
- Adicione 10 mL de DMEM (10% FBS) para neutralizar a atividade de trippsina e transfira a suspensão celular para um novo tubo de centrífugas de 15 mL.
- Centrífuga a 150 × g por 5 min para sedimentar as células. Descarte o supernatante após a centrifugação e adicione 1 mL de meio DMEM fresco.
- Determine a concentração celular e a semente 1,2 × 106 células/poço em uma placa de seis poços.
- No dia seguinte, pré-aquecimento todos os reagentes necessários, incluindo reagente de transfecção, DMEM sem soro, plasmídeo envelope plasmídeo (VSV-G), plasmídeo de embalagem de lentivírus (ΔVPR) e plágio de explosão pLX304 Luciferase-V5 ou plasmídeo FUW GFP.
- Em um tubo de centrífuga autoclaved de 1,5 mL, misture 50 μL de DMEM sem soro com 0,3 μg de plasmídeo VSV-G, 1 μg de ΔVPR e 1,2 μg de pLX304 Luciferase-V5 plasmid ou plasmídeo fuw gfp.
- Depois de misturar bem esses plasmídeos com o meio, adicione 5 μL do reagente de transfecção, misture suavemente e incubar a mistura em temperatura ambiente por 15 minutos.
- Após a incubação, adicione a mistura dropwise às células HEK293T.
- Após 24h, substitua o meio de crescimento por 2 mL de (30% FBS) DMEM. No dia seguinte (48 h pós-transfecção), colhe o meio contendo os vírus ("pLX304 Luciferase-V5 ou os vírus FUW GFP").
NOTA: O uso de 30% de FBS aumenta a eficiência de produção do vírus. - Para evitar quaisquer resíduos de células HEK293T, passe o meio contendo vírus através de um filtro de seringa de 0,45 μm ou centrífuga a 150 × g por 5 min, e colete o supernatante.
NOTA: Para armazenamento a longo prazo, mantenha as alíquotas de trabalho do vírus a -80 °C.
3. Estabelecer células expressando stably GFP e luciferase ("Células GFP + Luc+ ")
- Um dia antes de infectar as células, a semente 8 × 105 células por poço em uma placa de seis poços.
- Após a incubação durante a noite, substitua o meio de crescimento por meio fresco contendo 8 μg/mL de polibrene. Adicione 200 μL de vírus FUW GFP dropwise às células.
- Opcional: Para aumentar a eficiência do vírus, centrifugar a placa a 560 × g por 30 min (37 °C) (infecção por giro).
- Incubar as células por 48 h e verificar a expressão GFP por microscopia de fluorescência.
- Classifique as células expressas por GFP por classificação celular ativada por fluorescência (FACS) (GFP+) (Figura 1A).
- Infecte as células classificadas por GFP com os vírus da explosão pLX304 Luciferase-V5, conforme descrito na etapa 3.2.
- Trate as células com blasticidina (10 μg/mL) 30 h pós-infecção para enriquecer para células de expressão de explosão pLX304 Luciferase-V5 (células GFP+, Luc+ ). Em seguida, a cada dois dias, substitua por meio fresco contendo blasticidina. Além disso, como controle, trate células ingênuas com o mesmo meio contendo blasticidina.
NOTA: Uma clara diferença entre as células infectadas e de controle deve ser observada após alguns dias de tratamento com blasticidina. Este efeito é dependente de linha celular e geralmente leva ~8-10 dias. Uma baixa taxa de sobrevivência indicará um baixo rendimento de produção viral. Se assim for, produzir um novo lote de vírus, pois a baixa eficiência pode afetar experimentos futuros.
4. Validação da atividade de luciferase in vitro
- Cresça as células MCF-7, MDA-MB-468 e MDA-MB-231 GFP+ Luc+ em uma placa de 15 cm a 80% de confluência. Colher as células por trippsinização, conforme descrito nas etapas 2.1-2.2.
- Semente um número crescente de células em cada poço (0,1, 0,5, 1, 2, 3, 4 × 104) em uma placa preta de 96 poços.
NOTA: As placas pretas de 96 poços são mais adequadas para medir os níveis de luciferase, pois placas brancas ou transparentes produzirão sinais de autoluminescência. Como controle, use salina tamponada com fosfato (PBS) sozinha em um poço para garantir que não haja autoluminescência da PBS. - Encha todos os poços com 100 μL de DMEM e incubar por 16-24 h.
- Prepare a solução de luciferina em PBS a uma concentração de 1,5 mg/mL a partir do estoque de 30 mg/mL. Aliquot o estoque da solução de luciferina e armazene a -20 °C.
- Lave as células uma vez com PBS suavemente, adicione 100 μL de solução de luciferina em cada poço e espere por 2 min. Por fim, meça a atividade da luciferase em todas as células cancerígenas de mama utilizando bioluminescência.
NOTA: Examinar a expressão in vitro de GFP e luciferase antes de experimentos em animais é crucial. Além disso, poços em branco são usados para subtrair o fundo.
5. Injetando camundongos com células GFP+ Luc+
- Transferir 5 × 106 (MCF-7 e MDA-MB-468) ou 2 × 106 (MDA-MB-231) células GFP+ Luc+ em 200 μL ou 100 μL PBS, respectivamente.
- Antes da injeção, limpe a capa biológica estéril com 5% de solução desinfetante (veja a Tabela de Materiais). Em seguida, anestesia os camundongos com ar filtrado (0,2 μm) contendo 4% de isoflurane a uma taxa de fluxo de ar de 1 L/min por 2-3 min.
NOTA: É essencial confirmar a anestesia adequada; beliscar o dedo do mouse e procurar qualquer resposta. - Coloque um cone sobre a cabeça do rato anestesiado em uma posição supina. Aplique pomada veterinária aos olhos para evitar o ressecamento enquanto estiver sob anestesia.
- Limpe a área abdominal do rato, acima da glândula mamária, com etanol usando um cotonete e levante a4ª glândula mamária com fórceps.
- Insira a agulha 27 G x 3/4 (0,4 x 19 mm) sob a almofada de gordura e injete lentamente 100 μL da suspensão celular.
NOTA: Uma protuberância redonda aparecerá sob a pele. Além disso, uma injeção inadequada pode levar a desvio na taxa de crescimento do tumor ou ausência de tumor no mesmo grupo experimental. - Após o procedimento de injeção, tire os ratos do capô e transfira-os para uma nova gaiola. Monitore os ratos até que eles retornem à consciência.
NOTA: Certifique-se de que todas as agulhas e seringas usadas sejam descartadas na caixa afiada.
6. Medir os níveis de luciferase em camundongos GFP+ Luc+
- Antes da detecção da bioluminescência, contenha o rato consciente segurando seu pescoço com a mão esquerda. Em seguida, incline a mão para a esquerda, resultando na face do rato para cima com a parte inferior do corpo em uma posição supina.
- Injete 100 μL de luciferina (30 mg/mL) intraperitoneally (i.p.) na superfície abdominal do camundongo no quadrante abdominal inferior esquerdo usando uma seringa de 1,0 mL com tamanho de agulha 27 G x 3/4 (0,4 x 19 mm).
NOTA: A ponta da agulha não deve ser inserida a mais de 3-5 mm da parede abdominal, pois pode penetrar órgãos viscerais. Além disso, recomenda-se realizar injeção i.p. sem anestesia, pois a distribuição de luciferina no corpo de camundongos anestesiados é mais lenta do que em camundongos conscientes. Assim, monitorar os níveis de luciferase em camundongos conscientes é um procedimento mais rápido. - Mantenha o rato por 7 minutos sem anestesia seguido por 3 minutos dentro da câmara de anestesia antes de medir a cinética tumoral.
NOTA: O tempo de incubação varia entre os diferentes experimentos, linhas celulares e espécies para espécies. Assim, recomenda-se calibrar o tempo de incubação antes de iniciar os experimentos. - Anestesiar os camundongos conforme descrito nas etapas 5.2-5.3.
- Abra o software (Tabela de Materiais) durante a incubação, inicialize o sistema de imagem e clique no botão Initialize .
NOTA: Esteja ciente de que a câmera levará ~10 min para esfriar e atingir -90 °C. Além disso, como controle de fundo, meça os níveis de luciferase em camundongos ingênuos (ou seja, camundongos GFP+ injetados com células que não expressam o gene da luciferase). - Mantenha a configuração em exposição automática usando as seguintes configurações: tempo de exposição auto, 60 s; Binning Medium, F/Stop 1; Filtro de excitação bloqueado; Filtro de emissão aberto. Quando a inicialização terminar, selecione | do assistente de imagem Bioluminescência e clique em Next | | de filtro aberto selecionar Mouse no assunto imagem.
- Em Field View, selecione o estágio C (10 cm) e a Altura do Assunto: 1,50 cm.
- Clique em Configuração de imagem Estágio para C e antes de clicar no botão Adquirir , certifique-se de que o mouse seja colocado no palco na posição supina adequada.
- Feche a porta, clique no botão Adquirir e aguarde que uma imagem apareça na tela.
NOTA: Com a opção Auto-Exposição , um sinal forte leva de 5 a 20 s dependendo do sinal; um sinal fraco levará em torno de 60 s. - Repita este passo para os outros ratos.
- Para detectar a metástase pulmonar, cubra o forte sinal do tumor primário usando papel de papelão preto espesso e exponha apenas o lado ventral dos pulmões em direção à câmera. Capture a imagem usando os mesmos parâmetros descritos acima.
7. Aquisição de imagem ex vivo usando bioluminescência e fluorescência
- Eutanize os camundongos usando inalação de dióxido de carbono (CO2) no desiccador e disseque os camundongos usando tesouras autoclavadas e fórceps.
- Perfunda os camundongos usando 0,9% de soro fisiológico, colhe os órgãos e enxágue com 1x PBS para eliminar manchas de sangue do órgão.
- Transfira o órgão enxaguado para uma placa de Petri e coloque-o no estágio da máquina de bioluminescência. Aplique a mesma configuração de bioluminescência descrita nas etapas 6.2-6.6.
NOTA: Devido à diminuição do sinal de luciferase, esta etapa é limitante. Assim, após eutanásia de camundongos, visualize imediatamente o órgão por bioluminescência. - Para imagens GFP, aplique a mesma configuração descrita na etapa 6.3, usando filtro GFP de Fluorescência em vez de Bioluminescência.
- Tire imagens pulmonares usando um microscópio estéreo para examinar a presença de colônias GFP+ .
8. Análise de dados de bioluminescência
- Clique duas vezes no software e selecione Abrir no menu Arquivo .
- Abra todos os arquivos e minimize-os. Certifique-se de que todas as unidades são Radiance (Fótons). Além disso, clique em Aplicar a Todos para manter os mesmos parâmetros para todas as imagens.
- No menu Exibir , selecione a Paleta de ferramentas, que abrirá uma nova janela.
- Na janela Paleta de ferramentas , selecione a guia Ferramentas do ROI e, em Tipo, escolha o ROI Bkg médio.
- A partir das ferramentas do ROI, selecione Circle e desenhe um pequeno círculo na área torácica do mouse.
- Clique duas vezes no círculo, selecione o Usar como BKG para futura opção ROIs na guia ROI de fundo e clique em Fazer.
9. Medir o fluxo total
- Na janela Paleta de ferramentas , selecione a guia Ferramentas do ROI e digite, escolha a medição do ROI.
- A partir das ferramentas do ROI, selecione Circle e desenhe um grande círculo sobre o tumor primário do mouse.
- Clique com o botão direito do mouse no ROI e clique com o botão direito do mouse no ROI de cada arquivo individual de cada mouse.
- Clique em Medir ROIs da guia FERRAMENTAS ROI , que abrirá uma nova janela chamada ROI Measurements. A partir desta guia, mantenha os Tipos de Medição como Radiance (Fótons) e Atributos de Imagem como Todos os Valores Povoados.
- Exporte o arquivo como arquivo de medição (*.txt) ou formato Csv (*.csv).
- Abra os dados exportados em uma planilha e pegue o Fluxo Total (p/s) e os valores para as semanas.
NOTA: Esta etapa pode ser usada para medir diferentes grupos. Por exemplo, camundongos tratados com um veículo versus aqueles tratados com uma droga. - Gere um plot XY, onde o Tempo é apresentado ao longo do eixo X e fluxo total (p/s) ao longo do eixo Y. Para cada semana, pegue o parâmetro Total Flux (p/s) para cada grupo amostral e determine quaisquer diferenças significativas usando o teste t do Aluno não paramétrico.
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Representative Results
Geramos linhas celulares de câncer de mama (MDA-MB-231, MCF-7 e MDA-MB-468) expressando vetores GFP e luciferase. Especificamente, isso foi conseguido por uma infecção sequencial. Primeiro, as linhas de células cancerígenas de mama foram infectadas com um vetor de lentivírus expressando GFP fluorescente. As células GFP-positive (GFP+) foram classificadas 2 dias após a infecção (Figura 1A,B) e infectadas com o vetor pLX304 Luciferase-V5. Em seguida, blasticidina foi usado para selecionar para luciferase para gerar as células indicadas (GFP+, Luc+). Para validar a atividade de luciferase in vitro, demonstramos um aumento dependente do número de células nos níveis de atividade da luciferase (Figura 1C). Além disso, foi encontrada correlação linear entre a atividade da luciferase e o número celular (Figura 1D).
Para confirmar a detecção de luciferase nos camundongos, todas as três linhas de células cancerígenas de mama GFP+, Luc+ foram injetadas na almofada de gordura mamária de camundongos nod/SCID femininos. Em seguida, os camundongos foram submetidos à leitura de bioluminescência a cada duas semanas para determinar a cinética de crescimento do tumor. Descobrimos que a cinética de crescimento do tumor varia entre as linhas celulares; é mais rápido no MDA-MB-231 mais agressivo e mais lento nas linhas celulares menos agressivas MCF-7 e MDA-MB-468 (Figura 2).
Em seguida, foram obtidas as leituras de fluorescência dos tumores isolados gerados pela linha celular MDA-MB-231. Especificamente, 6 semanas após a injeção, os tumores foram colhidos dos camundongos para confirmar a fluorescência GFP; os tumores foram encontrados para manter sua expressão GFP (Figura 3A). O objetivo seguinte era determinar se a formação de colônias metastáticas poderia ser avaliada em tempo real no pulmão de um rato vivo usando a máquina de bioluminescência; leituras positivas de bioluminescência foram obtidas a partir do pulmão de todo o camundongo (Figura 3B). Para verificar se eram colônias metastáticas positivas, o pulmão foi colhido, e as colônias metastáticas foram observadas para GFP e bioluminescência (Figura 3C).
Figura 1: Validação da expressão GFP e atividade da luciferase nas células. (A) As células GFP foram classificadas por FACS. Imagens representativas das células MDA-MB-231 não-GFP e GFP+ . (B) As células MDA-MB-231, MCF-7 e MDA-MB-468 foram infectadas com o vírus que expressa gfp, seguida pela classificação FACS. Uma imagem de cada linha celular é representada em brightfield (esquerda) e GFP (direita). As células foram capturadas sob um microscópio Nikon Eclipse 80i a 10x de ampliação. Barras de escala = 100 μm. (C) A bioluminescência devido à atividade da luciferase em cada célula foi determinada por um luminômetro. Um número crescente de células (como em A) foram semeadas em uma placa preta de 96 poços. A barra de cor representa a intensidade da luminescência. (D) Uma trama XY demonstrando a atividade luciferase das células MDA-MB-231 (medida em C). Abreviaturas: GFP = proteína fluorescente verde; SSC-A = área de pico de dispersão lateral; GFP+ = GFP positivo; FACS = classificação celular ativada por fluorescência. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: A cinética do crescimento do tumor foi determinada pela máquina de bioluminescência. A cinética de crescimento do tumor in vivo foi determinada semanalmente em camundongos NOD-SCID, e as imagens representativas foram capturadas usando bioluminescência para (A) MDA-MB-231, (B) MCF-7, (C) MDA-MB-468. A barra de cor representa a intensidade da luminescência. (D) A quantificação da atividade de luminescência é apresentada como fluxo total. (E) Camundongos MDA-MB-231; leitura individual representada como um enredo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Diferentes abordagens para validar a formação de tumores e a metástase pulmonar. (A) Os camundongos foram perfundidos, e os tumores gerados a partir de células MDA-MB-231 foram colhidos. Os níveis de GFP nos tumores foram medidos pela máquina de bioluminescência. (B) Metástase pulmonar em todo o camundongo, como mostrado pela bioluminescência. (C) Para confirmar a presença de metástases, os pulmões foram colhidos e observados sob o estereoscópio SMZ18 Nikon (brightfield e GFP). As amostras bioluminescentes-Luc foram colhidas imediatamente após a eutanásia dos camundongos. A barra de cor representa a intensidade da luminescência. Abreviaturas: GFP = proteína fluorescente verde; Luc = luciferase; BLI = bioluminescência por imagem. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Experimentos em animais são obrigatórios para a pesquisa sobre câncer 7,8,9, e de fato muitos protocolos foram desenvolvidos 3,6,10,11,12,13,14. No entanto, a maioria desses estudos determinou o efeito biológico apenas no final dos experimentos e, portanto, o impacto na cinética do crescimento do tumor ou na colonização da metástase permanece indeterminado. Aqui, fornecemos uma abordagem de bioluminescência dupla não invasiva, inoculando células expressando GFP e luciferase no bloco de gordura mamária. Usando esta poderosa ferramenta, o desenvolvimento do tumor e a metástase podem ser monitorados em camundongos em tempo real14. No entanto, esta técnica contém alguns passos críticos, que exigem um cuidado extra. Por exemplo, um dos passos críticos para o sucesso deste experimento é verificar a eficiência da infecção monitorando os níveis de expressão de luciferase e GFP nas células antes da injeção do rato. Assim, as doses blasticidin15 e o protocolo lentiviral de produção16 devem ser otimizados para cada linha celular para aumentar a eficiência experimental.
Alguns problemas técnicos podem afetar o sinal de bioluminescência no experimento in vivo . Essas questões incluem o movimento do camundongo durante a leitura da bioluminescência, que pode interferir na qualidade da imagem e, assim, afetar as curvas cinéticas tumorais. Assim, os animais devem ser totalmente anestesiados após a injeção de substrato e durante todo o procedimento. Além disso, colocar vários animais na máquina simultaneamente pode levar à inconsistência na leitura de luminescência, pois ratos com alto sinal podem mascarar aqueles de menor intensidade. Portanto, as leituras de luminescência devem ser tomadas individualmente para cada rato.
Ao realizar a leitura de bioluminescência in vitro , é vital substituir o meio de cultura por PBS, pois o meio contém soro e outros suplementos que podem interferir no sinal. Além disso, é necessário eliminar a leitura de fundo medindo o sinal de luminescência de uma amostra que contém apenas PBS (sem células).
Este protocolo descreve uma técnica não invasiva para medir o crescimento de células cancerosas de mama e metástases. Especificamente, este artigo descreve a injeção de linhas de células cancerígenas de mama, expressando tanto gfp quanto luciferase no bloco de gordura mamária do rato. Essa combinação fornece um método rápido e confiável para medir a colonização metastática in vivo e ex vivo.
Apesar das claras vantagens deste método, ele tem algumas limitações. A principal restrição é a necessidade de uma máquina de bioluminescência, pois esta é uma máquina relativamente cara e, portanto, nem sempre disponível. Além disso, cada leitura é demorada e, portanto, a máquina pode ser superessada e indisponível. Outra limitação refere-se ao próprio protocolo. Para detectar o sinal de bioluminescência nas amostras ex vivo , recomenda-se eutanásiar os camundongos e examinar a amostra imediatamente. Esta etapa é um estágio limitante de tempo e não é viável para um grande conjunto de experimentos.
Em conclusão, essa ferramenta de bioluminescência não invasiva é altamente sensível à detecção do desenvolvimento de tumores e metástase em camundongos. Este protocolo não se restringe ao câncer de mama e pode ser aplicado a outros carcinomas, como câncer de pulmão e pâncreas. Além disso, por não ser invasivo, pode ser aplicado para medir a eficácia de medicamentos anticancerígenos12 e seus efeitos sobre cinética de crescimento tumoral em tempo real.
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Disclosures
Todos os autores revelaram que não têm conflitos de interesse.
Acknowledgments
Agradecemos aos membros do laboratório Y.D.S. Gostaríamos de agradecer ao Instituto Wohl de Medicina Translacional no Centro Médico Hadassah, em Jerusalém, por fornecer a pequena instalação de imagens de animais. Este estudo foi apoiado pelo Research Career Development Award do Israel Cancer Research Fund.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.7 mL eppendorf tubes | Lifegene | LMCT1.7B-500 | |
| 10 µL tips | Lifegene | LRT10 | |
| 1000 µL tips | Lifegene | LRT1000 | |
| 15 mL tubes | Lifegene | LTB15-500 | |
| 200 µL tips | Lifegene | LRT200 | |
| 6 well cell culture plate | COSTAR | 3516 | |
| 96 well Plates BLACK flat bottom | Bar Naor | BN30496 | |
| Automated Cell Counters | Thermofisher | A50298 | |
| BD FACSAria III sorter | BD | ||
| BD Microlance 3 Needles 27 G (3/4'') | BD | 302200 | |
| BD Plastipak Syringes 1 mL x 120 | BD | 303172 | |
| Corning 100 mm x 20 mm Style Dish | CORNING | 430167 | |
| Corning 150 mm x 20 mm Style Dish | CORNING | 430599 | |
| Countess cell counting chamber slides | Thermofisher | C10228 | |
| Dulbecco's modified Eagle's medium (DMEM), high glucose, no glutamine | Biological Industries | 01-055-1A | |
| Eclipse 80i microscope | Nikon | ||
| eppendorf Centrifuge 5810 R | Sigma Aldrich | EP5820740000 | |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Biological Industries | 04-127-1A | |
| FUW GFP | Gifted from Dr. Yossi Buganim's lab (Hebrew University of Jerusalem) | ||
| HEK293T | Gifted from Dr. Lior Nissim's lab (Hebrew University of Jerusalem) | ||
| Isoflurane, USP Terrell | Piramal | NDC 66794-01-25 | |
| IVIS Spectrum In Vivo Imaging System | Perkin Elmer | 124262 | |
| L-Glutamine Solution | Biological industries | 03-020-1A | |
| Living Image Software | PerkinElmer | bioluminescence measurement | |
| MCF-7 | ATCC | ATCC HTB-22 | |
| MDA-MB-231 | ATCC | ATCC HTB-26 | |
| MDA-MB-468 | ATCC | ATCC HTB-132 | |
| Pasteur pipettes | NORMAX | 2430-475 | |
| PBS | Hylabs | BP655/500D | |
| pCMV-dR8.2-dvpr | Addgene | #8455 | Provided by David M. Sabatini’s lab (Whitehead institute, Boston, USA) |
| pCMV-VSV-G | Addgene | #8454 | Provided by David M. Sabatini’s lab (Whitehead institute, Boston, USA) |
| Penicillin-Streptomycin Solution | Biological Industries | 03-031-1B | |
| Petri dish 90 mm (90x15) | MINI PLAST | 820-090-01-017 | |
| Pipettes 10ml | Lifegene | LG-GSP010010S | |
| Pipettes 25ml | Lifegene | LG-GSP010050S | |
| Pipettes 5ml | Lifegene | LG-GSP010005S | |
| pLX304 Luciferase-V5 blast plasmid | Addgene | #98580 | |
| Polybrene | Sigma Aldrich | #107689 | |
| Prism 9 | GraphPad | ||
| Reagent Reservoirs | Bar Naor | BN20621STR200TC | |
| SMZ18 Stereo microscopes | Nikon | ||
| Sodium Chloride | Bio-Lab | 190359400 | |
| Syringe filters | Lifegene | LG-FPV403030S | |
| Trypan Blue 0.5% solution | Biological industries | 03-102-1B | |
| Trypsin EDTA Solution B (0.25%), EDTA (0.05%) | Biological Industries | 03-052-1a | |
| Vacuum driven Filters | SOFRA LIFE SCIENCE | SPE-22-500 | |
| Virusolve | disinfectant | ||
| VivoGlo Luciferin, In Vivo Grade | Promega | P1043 | |
| X-tremeGENE HP DNA Transfection Reagent | Sigma Aldrich | #6366236001 |
References
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