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Methodenartikel

In vivo Bildgebung von vollaktivem Hirngewebe bei wachen Zebrafischlarven und Jungtieren durch Schädel- und Hautentfernung

5.3K Aufrufe

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DOI:

10.3791/62166

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10. Februar 2021

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In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier stellen wir eine Methode vor, um das embryonale Gehirn des Zebrafischs in vivo bis hin zu Larven- und Juvenilenstadien abbilden zu können. Dieses mikroinvasive Verfahren, das von elektrophysiologischen Ansätzen adaptiert wurde, bietet Zugang zu zellulären und subzellulären Details reifer Neuronen und kann mit optogenetischen und neuropharmakologischen Studien zur Charakterisierung der Gehirnfunktion und der medikamentösen Intervention kombiniert werden.

Zusammenfassung

Das Verständnis der ephemeren Veränderungen, die während der Entwicklung und Reifung des Gehirns auftreten, erfordert eine detaillierte hochauflösende Bildgebung in Raum und Zeit mit zellulärer und subzellulärer Auflösung. Fortschritte in molekularen und bildgebenden Technologien haben es uns ermöglicht, zahlreiche detaillierte Einblicke in zelluläre und molekulare Mechanismen der Gehirnentwicklung im transparenten Zebrafischembryo zu gewinnen. In jüngster Zeit sind Prozesse der Verfeinerung neuronaler Konnektivität, die in späteren Larvenstadien mehrere Wochen nach der Befruchtung auftreten, die beispielsweise die Kontrolle des Sozialverhaltens, die Entscheidungsfindung oder motivationsgetriebenes Verhalten sind, in den Fokus der Forschung gerückt. In diesen Stadien stört die Pigmentierung der Zebrafischhaut das Eindringen von Licht in das Hirngewebe, und Lösungen für Embryonalstadien, z. B. pharmakologische Hemmung der Pigmentierung, sind nicht mehr realisierbar.

Daher wird eine minimalinvasive chirurgische Lösung für den mikroskopischen Zugang zum Gehirn von wachen Zebrafischen bereitgestellt, die aus elektrophysiologischen Ansätzen abgeleitet ist. Bei Teleosten können Haut- und weichschädeliger Knorpel vorsichtig entfernt werden, indem diese Schichten mikroschält werden, wodurch darunter liegende Neuronen und axonale Bahnen ohne Schäden freigelegt werden. Dies ermöglicht die Erfassung der neuronalen Morphologie, einschließlich synaptischer Strukturen und ihrer molekularen Inhalte, sowie die Beobachtung physiologischer Veränderungen wie Ca2+ Transienten oder intrazelluläre Transportereignisse. Darüber hinaus ist eine Abfrage dieser Prozesse mittels pharmakologischer Hemmung oder optogenetischer Manipulation möglich. Dieser Gehirnexpositionsansatz liefert Informationen über strukturelle und physiologische Veränderungen in Neuronen sowie die Korrelation und Interdependenz dieser Ereignisse im lebenden Hirngewebe im Bereich von Minuten oder Stunden. Die Technik eignet sich für die In-vivo-Bildgebung von Zebrafischlarven bis zu 30 Tage nach der Befruchtung, dem neuesten bisher getesteten Entwicklungsstadium. Es bietet somit Zugang zu so wichtigen Fragen wie synaptischer Verfeinerung und Skalierung, axonaler und dendritischer Transport, synaptisches Targeting von Zytoskelettladung oder lokale aktivitätsabhängige Expression. Daher ist mit einem breiten Einsatz für diesen Montage- und Imaging-Ansatz zu rechnen.

Einleitung

Der Zebrafisch (Danio rerio) hat sich in den letzten Jahrzehnten zu einem der beliebtesten Wirbeltiermodellorganismen für Embryonal- und Larvenentwicklungsstudien entwickelt. Die große Fruchtbarkeit der Zebrafischweibchen gepaart mit der schnellen Ex-utero-Entwicklung des Embryos und seiner Transparenz in frühen embryonalen Entwicklungsstadien sind nur einige Schlüsselfaktoren, die Zebrafische zu einem leistungsfähigen Modellorganismus für adressierte Entwicklungsfragen machen1. Fortschritte in molekulargenetischen Technologien in Kombination mit hochauflösenden In-vivo-Bildgebungsstudien ermöglichten es, zellbiologis....

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Protokoll

Alle hier beschriebenen Tierarbeiten entsprechen den gesetzlichen Bestimmungen (EU-Richtlinie 2010/63). Die Pflege und Handhabung von Fischen wurde von den örtlichen Behörden und vom Tierschutzbeauftragten der Technischen Universität Braunschweig genehmigt.

1. Herstellung von künstlicher Zerebro-Rückenmarksflüssigkeit (ACSF), niedrigschmelzender Agarose und scharfen Glasnadeln

  1. Bereiten Sie die ACSF vor, indem Sie die aufgeführten Chemikalien in folgenden Konzentrationen in destilliertem Wasser auflösen. 134 mM NaCl (58,44 g/mol), 2,9 mM KCl (74,55 g/mol), 2,1 mM CaCl2 (110,99 g/mol), 1,2 mM MgCl2 6xH2

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Ergebnisse

Abbildung 3A,C zeigen eine 14 dpf Larve der transgenen Linie Tg[-7.5Ca8:GFP]bz12[15] mit dem Schädel noch intakt. Die Pigmentzellen in der überlagernden Haut sind über den ganzen Kopf verteilt und stören das Fluoreszenzsignal im interessierenden Bereich (hier Kleinhirn). Mit der Larve in diesem Zustand ist es nicht möglich, hochauflösende Bilder des Gehirns zu erhalten. Abbild.......

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Diskussion

Die vorgestellte Methode bietet einen alternativen Ansatz zur Gehirnisolierung oder zur Behandlung von Zebrafischlarven mit pigmenthemmenden Arzneimitteln zur Aufnahme hochauflösender Bilder von Neuronen in ihrer In-vivo-Umgebung. Die Qualität der mit dieser Methode aufgenommenen Bilder ist vergleichbar mit Bildern aus explantierten Gehirnen, jedoch unter natürlichen Bedingungen.

Weiterhin wird ein Intensitätsverlust der Fluoreszenz vermieden, da keine Behandlung mit Fixiermitteln erf.......

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Danksagungen

Wir danken insbesondere Timo Fritsch für die hervorragende Tierpflege und Hermann Döring, Mohamed Elsaey, Sol Pose-Méndez, Jakob von Trotha, Komali Valishetti und Barbara Winter für die hilfreiche Unterstützung. Wir danken auch allen anderen Mitgliedern des Köster-Labors für ihr Feedback. Das Projekt wurde zum Teil von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG, KO1949/7-2) gefördert, 241961032 (zu RWK) und dem Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF; Era-Net NEURON II CIPRESS Projekt 01EW1520 zu JCM) wird anerkannt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
CalciumchloridRothA119.1
Konfokales Laser-Scanning-MikroskopLeicaTCS SP8
d-GlucoseSigmaG8270-1KG
d-TubocurareSigma-AldrichT2379-100MG
Glaskapillare Typ 1WPI1B150F-4
Glaskapillare Typ 2Harvard GerätGC100F-10
GlasdeckglasdeltalabD102424
HEPESRoth9105.4
Hoechst 33342Invitrogen (Thermo Fischer)H3570
BildkammerIbidi81156
KaliumchloridNormapur26764298
LM-AgaroseCondalab8050.55
Magnesiumchlorid (Hexahydrat)RothA537.4
MikroskopkameraLeicaDFC9000 GTC
Nadelabzieher Typ 1NARISHIGEModell PC-10
Nadelabzieher Typ 2Sutter InstrumentsModell P-2000
Pasteur-Pipetten 3mlA.Hartenstein20170718
NatriumchloridRothP029.2
NatriumhydroxidNormapur28244262
TricainSigma-AldrichE10521-50G
WasserbadPhoenix InstrumentWB-12
35 mm PetrischaleSarstedt833900
90 mm PetrischaleSarstedt821473001

Referenzen

  1. Hill, M. A. Embryology. Zebrafish Development. , Available from: https://embryology.med.unsw.edu.au/embryology/index.php/Zebrafish_Development (2020).
  2. Sassen, W. A., Köster, R. W. A molecular toolbox for genetic manipulation of zebrafish. Advances in Genomics and Genetics. Dove Medical Press. 2015 (5), 151-163 (2....

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Nachdrucke und Genehmigungen

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