Summary

Decifrar e Imagem Patogênese e Cording de<em> Mycobacterium abscessus</em> Em embriões Zebrafish

Published: September 09, 2015
doi:

Summary

Optically transparent zebrafish embryos are widely used to study and visualize in real time the interactions between pathogenic microorganisms and the innate immune cells. Micro-injection of Mycobacterium abscessus, combined with fluorescence imaging, is used to scrutinize essential pathogenic features such as cord formation in zebrafish embryos.

Abstract

Zebrafish (Danio rerio) embryos are increasingly used as an infection model to study the function of the vertebrate innate immune system in host-pathogen interactions. The ease of obtaining large numbers of embryos, their accessibility due to external development, their optical transparency as well as the availability of a wide panoply of genetic/immunological tools and transgenic reporter line collections, contribute to the versatility of this model. In this respect, the present manuscript describes the use of zebrafish as an in vivo model system to investigate the chronology of Mycobacterium abscessus infection. This human pathogen can exist either as smooth (S) or rough (R) variants, depending on cell wall composition, and their respective virulence can be imaged and compared in zebrafish embryos and larvae. Micro-injection of either S or R fluorescent variants directly in the blood circulation via the caudal vein, leads to chronic or acute/lethal infections, respectively. This biological system allows high resolution visualization and analysis of the role of mycobacterial cording in promoting abscess formation. In addition, the use of fluorescent bacteria along with transgenic zebrafish lines harbouring fluorescent macrophages produces a unique opportunity for multi-color imaging of the host-pathogen interactions. This article describes detailed protocols for the preparation of homogenous M. abscessus inoculum and for intravenous injection of zebrafish embryos for subsequent fluorescence imaging of the interaction with macrophages. These techniques open the avenue to future investigations involving mutants defective in cord formation and are dedicated to understand how this impacts on M. abscessus pathogenicity in a whole vertebrate.

Introduction

Mycobacterium abscessus é um agente patogénico emergente que faz com que um largo espectro de síndromes clínicos em seres humanos. Estes incluem infecções cutâneas, bem como infecções pulmonares crônicas graves, principalmente encontrados em imunocomprometidos e em pacientes com fibrose cística 1,2,3,4. M. abscessus também é considerado como um dos principais rápido crescimento espécies de micobactérias responsáveis ​​por infecções hospitalares e iatrogênica em seres humanos. Além disso, vários relatórios recentes em destaque a possibilidade de que M. abscessus pode atravessar a barreira sangue-cérebro e induzir lesões importantes no sistema nervoso central (SNC) 5,6. Apesar de ser um cultivador rápido, M. exposições abscessus também várias características patogênicas que estão relacionados com os do Mycobacterium tuberculosis, incluindo a capacidade de permanecer em silêncio durante anos dentro de estruturas granulomatosas e gerar lesões caseosas nos pulmões 7. Mais alarmante é a baixa sensensibili- de M. abscessus aos antibióticos, tornando estas infecções extremamente difícil de tratar levando a uma taxa de insucesso terapêutico significativo 8,9. A ameaça importante desta espécie é principalmente a sua resistência intrínseca a antibióticos, que é de grande preocupação em instituições de saúde públicas 10 e uma contra-indicação para transplante pulmonar 11.

M. abscessus exibe lisas (S) ou ásperas morfotipos (R) da colônia que levam a desfechos clínicos diferentes. Em contraste com a estirpe S, R bactérias têm uma tendência para crescer uma extremidade à outra, levando a uma corda ou cabo, como a estrutura 12,13. Vários estudos independentes com base em modelos celulares e animais seja revelado o fenótipo hiper-virulência do morfotipo R 14,15. A partir de estudos epidemiológicos, os casos mais graves de M. infecções pulmonares abscessus parecem estar associados com R 16 variantes que são a única variante quetem sido visto a persistir por anos em um hospedeiro infectado 3. A diferença morfotipo depende da presença (em S) ou perda (em R $) de glycopeptidolipids associada de superfície (GPL) 12. No entanto, devido às limitações inerentes dos modelos celulares / animais actualmente disponíveis utilizados para estudar M. infecção abscessus, o nosso conhecimento sobre os eventos fisiopatológicos das variantes R ou S permanece obscura. A infecção de ratos imuno-competentes através de via intravenosa ou aerossóis conduz à colonização transiente, o que dificulta a utilização de ratos para estudar infecções persistentes e in vivo para os testes de susceptibilidade droga 17. Por conseguinte, o desenvolvimento de modelos animais susceptíveis à manipulação da resposta do hospedeiro é um grande desafio. Neste contexto, os modelos não-mamíferos de infecção foram recentemente desenvolvidos, incluindo Drosophila melanogaster 18 que oferece várias vantagens, tais como custos, velocidade e ética o aceitabilidadeVer o modelo de mouse. O modelo de peixe-zebra (Danio rerio) de infecção também tem sido explorada para visualizar, por imagem não-invasivo, a progressão e cronologia da M. abscessus infecção em um animal vivo 19. Importante, uma prova de conceito também foi criado para demonstrar a sua aptidão para avaliações in vivo de antibióticos contra M. abscessus 17,20.

O peixe-zebra têm sido amplamente utilizados durante as duas últimas décadas para estudar as interacções entre vários agentes patogénicos e o sistema imune do hospedeiro 21. O crescente sucesso deste modelo vertebrado alternativa depende de grandes e únicas oportunidades que motivaram e validados a sua utilização para uma melhor compreensão das inúmeras infecções virais e bacterianas 19,22,23,24,25,26,27,28,29. Ao contrário da maioria dos outros modelos animais, embriões de peixe-zebra são opticamente transparentes, permitindo que imagens de fluorescência não-invasivo 30. Esta has levou a estudar M. abscessus infectado embriões de peixe-zebra com detalhes sem precedentes, culminando com a descrição dos cordões extracelular, que representam um exemplo de plasticidade morfológica bacteriana. Cordões representa um novo mecanismo de subverter o sistema imunitário e um mecanismo de chave promover patogénese de M. aguda infecção abscessus 19.

Este relatório descreve novas ferramentas e métodos que utilizam o embrião de peixe-zebra para decifrar os traços fisiopatológicos da M. abscessus infecção e para estudar as interacções entre os bacilos íntimas e do sistema imune inato. Em primeiro lugar, um protocolo detalhado microinjecção que inclui o processamento do inoculo bacteriano, preparação de embriões, e infecção por si só, é apresentada. Métodos especificamente adaptado para avaliar M. virulência abscessus medindo vários parâmetros, tais como a sobrevivência do hospedeiro e a carga bacteriana, são apresentados. É dado especial relevo sobre comopara monitorar, a um nível de espaço-temporal, o destino e a progressão da infecção e da resposta imune do hospedeiro a M. abscessus usando microscopia de vídeo. Além disso, para investigar a contribuição eo papel dos macrófagos durante M. abscessus infecção, métodos para gerar macrófagos-empobrecido embriões (usando abordagens quer genetically- ou baseados em quimicamente) são descritos. Finalmente, os protocolos para visualizar as interações específicas com macrófagos ou neutrófilos seja utilizando embriões fixos ou vivem são documentados.

O objetivo deste relatório é estimular novos estudos para lançar uma nova luz em M. mecanismos de virulência abscessus e particularmente o papel de cordões no estabelecimento de um processo de infecção aguda e descontrolada.

Protocol

Procedimentos experimentais de peixes-zebra deve cumprir os regulamentos institucionais e governamentais relevantes. Para o presente estudo, as experiências de peixe-zebra foram feitas na Universidade Montpellier, de acordo com as orientações da União Europeia para o manuseio de animais de laboratório (http://ec.europa.eu/environment/chemicals/lab_animals/home_en.htm) e aprovado sob a referência CEEA-LR-13007. 1. Preparação dos Reagentes e Equipamento Microinjeção Prepar…

Representative Results

Apesar de vários sítios anatômicos podem ser injetados 32, injeções veia caudal são muitas vezes utilizados para gerar infecção sistêmica para análises posteriores, incluindo experiências de sobrevivência, determinação carga bacteriana, atividade fagocitose ou a formação do cordão umbilical. As injecções nos músculos da cauda são usados ​​para avaliar o recrutamento de macrófagos no local da injecção (Figura 3A). Para investigar e comparar a virulência de R e S va…

Discussion

O peixe-zebra emergiu recentemente como um excelente sistema modelo para o estudo dos vertebrados dinâmica da infecção bacteriana usando um campo largo e de imagem confocal em tempo real 36. A combinação de suspensões de micobactérias dispersas (protocolo 2.2), juntamente com métodos micro-injecção (protocolo 4) permite infecções sistêmicas, reprodutíveis e posterior acompanhamento e visualização da progressão da infecção com um foco especial sobre as interações bacterianas com macrófago…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Os autores agradecem a K. Kissa para discussões úteis e para a prestação de lipo-clodronate e L. Ramakrishnan pelo dom generoso de pTEC27 e pTEC15 que permitir a expressão de tdTomato e Wasabi, respectivamente. Este trabalho faz parte dos projetos da Agência Nacional de Investigação francesa (ZebraFlam ANR-10 MIDI-009 e DIMYVIR ANR-13-BSV3-007-01) e Sétimo Programa-Quadro da Comunidade Europeia (FP7-PEOPLE-2011-ITN) sob acordo de subvenção não. PITN-GA-2011-289209 para a Marie-Curie de Formação Inicial Rede FishForPharma. Gostaríamos também de agradecer à Associação Gregory Lemarchal e Vaincre La mucoviscidose (RF20130500835) para o financiamento CM Dupont.

Materials

BBL MGIT PANTA BD Biosciences 245114
Bovine Serum Albumin  Euromedex 04-100-811-E
Catalase from Bovine Liver  Sigma-Aldrich C40
Difco Middlebrook 7H10 Agar BD Biosciences 262710
Difco Middlebrook 7H9 Broth BD Biosciences 271310
Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt (Tricaine) Sigma-Aldrich A5040
Oleic Acid Sigma-Aldrich O1008
Paraformaldehyde Delta Microscopie 15710
Phenol Red Sigma-Aldrich 319244
Tween 80 Sigma-Aldrich P4780
Agar Gibco Life Technologie 30391-023
Low melting agarose Sigma-Aldrich
Instant Ocean Sea Salts  Aquarium Systems Inc
Borosilicate glass capillaries  Sutter instrument Inc BF100-78-10 1mm O.D. X 0.78 mm I.D.
Micropipette puller device  Sutter Instrument Inc Flamming/Brown Micropipette Puller p-87
Microinjector Tritech Research  Digital microINJECTOR, MINJ-D
Tweezers Sciences Tools inc Dumont # M5S 
Microloader Tips Eppendorf

References

  1. Brown-Elliott, B. A., Wallace, R. J. Clinical and taxonomic status of pathogenic nonpigmented or late-pigmenting rapidly growing mycobacteria. Clinical Microbiology Reviews. 15 (4), 716-746 (2002).
  2. Aitken, M. L., Limaye, A., et al. Respiratory outbreak of Mycobacterium abscessus subspecies massiliense in a lung transplant and cystic fibrosis center. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 185 (2), 231-232 (2012).
  3. Gilljam, M., Lindblad, A., Ridell, M., Wold, A. E., Welinder-Olsson, C. Molecular epidemiology of Mycobacterium abscessus, with focus on cystic fibrosis. Journal of Clinical Microbiology. 45 (5), 1497-1504 (2007).
  4. Roux, A. -. L., Catherinot, E., et al. Multicenter study of prevalence of nontuberculous mycobacteria in patients with cystic fibrosis in France. Journal of Clinical Microbiology. 47 (12), 4124-4128 (2009).
  5. Lee, M. -. R., Cheng, A., et al. CNS infections caused by Mycobacterium abscessus complex: clinical features and antimicrobial susceptibilities of isolates. The Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 67 (1), 222-225 (2012).
  6. Talati, N. J., Rouphael, N., Kuppalli, K., Franco-Paredes, C. Spectrum of CNS disease caused by rapidly growing mycobacteria. The Lancet Infectious Diseases. 8 (6), 390-398 (2008).
  7. Medjahed, H., Gaillard, J. -. L., Reyrat, J. -. M. Mycobacterium abscessus: a new player in the mycobacterial field. Trends in Microbiology. 18 (3), 117-123 (2010).
  8. Griffith, D. E., Girard, W. M., Wallace, R. J. Clinical features of pulmonary disease caused by rapidly growing mycobacteria. An analysis of 154 patients. The American Review of Respiratory Disease. 147 (5), 1271-1278 (1993).
  9. Nessar, R., Cambau, E., Reyrat, J. M., Murray, A., Gicquel, B. Mycobacterium abscessus: a new antibiotic nightmare. The Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 67 (4), 810-818 (2012).
  10. Sanguinetti, M., Ardito, F., et al. Fatal pulmonary infection due to multidrug-resistant Mycobacterium abscessus a patient with cystic fibrosis. Journal of Clinical Microbiology. 39 (2), 816-819 (2001).
  11. Griffith, D. E., Aksamit, T., et al. An official ATS/IDSA statement: diagnosis, treatment, and prevention of nontuberculous mycobacterial diseases. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 175 (4), 367-416 (2007).
  12. Howard, S. T., Rhoades, E., et al. Spontaneous reversion of Mycobacterium abscessus a smooth to a rough morphotype is associated with reduced expression of glycopeptidolipid and reacquisition of an invasive phenotype. Microbiology (Reading, England). 152 (Pt 6), 1581-1590 (2006).
  13. Chardi, A., Olivares, F., Byrd, T. F., Julián, E., Brambilla, C., Luquin, M. Demonstration of cord formation by rough Mycobacterium abscessus variants: implications for the clinical microbiology laboratory. Journal of Clinical Microbiology. 49 (6), 2293-2295 (2011).
  14. Byrd, T. F., Lyons, C. R. Preliminary characterization of a Mycobacterium abscessus mutant in human and murine models of infection. Infection and Immunity. 67 (9), 4700-4707 (1999).
  15. Catherinot, E., Clarissou, J., et al. Hypervariance of a rough variant of the Mycobacterium abscessus type strain. Infection and Immunity. 75 (2), 1055-1058 (2007).
  16. Catherinot, E., Roux, A. -. L., et al. Acute respiratory failure involving an R variant of Mycobacterium abscessus. Journal of Clinical Microbiology. 47 (1), 271-274 (2009).
  17. Bernut, A., Le Moigne, V., Lesne, T., Lutfalla, G., Herrmann, J. -. L., Kremer, L. In vivo assessment of drug efficacy against Mycobacterium abscessus using the embryonic zebrafish test system. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 58 (7), 4054-4063 (2014).
  18. Oh, C. -. T., Moon, C., Jeong, M. S., Kwon, S. -. H., Jang, J. Drosophila melanogaster for Mycobacterium abscessus infection. Microbes and Infection / Institut Pasteur. 15 (12), 788-795 (2013).
  19. Bernut, A., Herrmann, J. -. L., et al. Mycobacterium abscessus cording prevents phagocytosis and promotes abscess formation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (10), E943-E952 (2014).
  20. Dubée, V., Bernut, A., et al. β-Lactamase inhibition by avibactam in Mycobacterium abscessus. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 70 (4), 1051-1058 (2015).
  21. Torraca, V., Masud, S., Spaink, H. P., Meijer, A. H. Macrophage-pathogen interactions in infectious diseases: new therapeutic insights from the zebrafish host model. Disease Models Mechanisms. 7 (7), 785-797 (2014).
  22. Alibaud, L., Rombouts, Y., et al. A Mycobacterium marinum TesA mutant defective for major cell wall-associated lipids is highly attenuated in Dictyostelium discoideum and zebrafish embryos. Molecular Microbiology. 80 (4), 919-934 (2011).
  23. Clay, H., Volkman, H. E., Ramakrishnan, L. Tumor necrosis factor signaling mediates resistance to mycobacteria by inhibiting bacterial growth and macrophage death. Immunity. 29 (2), 283-294 (2008).
  24. Palha, N., Guivel-Benhassine, F., et al. Real-time whole-body visualization of Chikungunya Virus infection and host interferon response in zebrafish. PLoS pathogens. 9 (9), e1003619 (2013).
  25. Mostowy, S., Boucontet, L., et al. The zebrafish as a new model for the in vivo study of Shigella flexneri with phagocytes and bacterial autophagy. PLoS pathogens. 9 (9), e1003588 (2013).
  26. Prajsnar, T. K., Cunliffe, V. T., Foster, S. J., Renshaw, S. A. A novel vertebrate model of Staphylococcus aureus reveals phagocyte-dependent resistance of zebrafish to non-host specialized pathogens. Cellular Microbiology. 10 (11), 2312-2325 (2008).
  27. Van der Sar, A. M., Appelmelk, B. J., Vandenbroucke-Grauls, C. M. J. E., Bitter, W. A star with stripes: zebrafish as an infection model. Trends in Microbiology. 12 (10), 451-457 (2004).
  28. Vergunst, A. C., Meijer, A. H., Renshaw, S. A., O’Callaghan, D. Burkholderia cenocepacia creates an intramacrophage replication niche in zebrafish embryos, followed by bacterial dissemination and establishment of systemic infection. Infection and Immunity. 78 (4), 1495-1508 (2010).
  29. Levraud, J. -. P., Disson, O., et al. Real-time observation of Listeria monocytogenes-phagocyte interactions in living zebrafish larvae. Infection and Immunity. 77 (9), 3651-3660 (2009).
  30. Meijer, A. H., Spaink, H. P. Host-pathogen interactions made transparent with the zebrafish model. Current Drug Targets. 12 (7), 1000-1017 (2011).
  31. Westerfield, M. . The Zebrafish Book: A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish (Danio Rerio). , (2007).
  32. Benard, E. L., van der Sar, A. M., Ellett, F., Lieschke, G. J., Spaink, H. P., Meijer, A. H. Infection of zebrafish embryos with intracellular bacterial pathogens. Journal of Visualized Experiments. (61), e3781 (2012).
  33. Van Rooijen, N., Sanders, A. Liposome mediated depletion of macrophages: mechanism of action, preparation of liposomes and applications. Journal of Immunological Methods. 174 (1-2), 83-93 (1994).
  34. Adams, K. N., Takaki, K., et al. Drug tolerance in replicating mycobacteria mediated by a macrophage-induced efflux mechanism. Cell. 145 (1), 39-53 (2011).
  35. Ramakrishnan, L. Looking within the zebrafish to understand the tuberculous granuloma. Advances in Experimental Medicine and Biology. 783, 251-266 (2013).
  36. Davis, J. M., Clay, H., Lewis, J. L., Ghori, N., Herbomel, P., Ramakrishnan, L. Real-time visualization of Mycobacterium-macrophage interactions leading to initiation of granuloma formation in zebrafish embryos. Immunity. 17 (6), 693-702 (2002).
  37. Lamason, R. L., Mohideen, M. -. A. P. K., et al. SLC24A5, a putative cation exchanger, affects pigmentation in zebrafish and humans. Science (New York, NY). 310 (5755), 1782-1786 (2005).
  38. Renshaw, S. A., Loynes, C. A., Trushell, D. M. I., Elworthy, S., Ingham, P. W., Whyte, M. K. B. A transgenic zebrafish model of neutrophilic inflammation. Blood. 108 (13), 3976-3978 (2006).
  39. Hall, C., Flores, M. V., Storm, T., Crosier, K., Crosier, P. The zebrafish lysozyme C promoter drives myeloid-specific expression in transgenic fish. BMC developmental biology. 7, 42 (2007).
  40. Takaki, K., Davis, J. M., Winglee, K., Ramakrishnan, L. Evaluation of the pathogenesis and treatment of Mycobacterium marinum in zebrafish. Nature Protocols. 8 (6), 1114-1124 (2013).
  41. Stoop, E. J. M., Schipper, T., et al. Zebrafish embryo screen for mycobacterial genes involved in the initiation of granuloma formation reveals a newly identified ESX-1 component. Disease Models Mechanisms. 4 (4), 526-536 (2011).
  42. Carvalho, R., de Sonneville, J., et al. A high-throughput screen for tuberculosis progression. PloS One. 6 (2), e16779 (2011).
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Citer Cet Article
Bernut, A., Dupont, C., Sahuquet, A., Herrmann, J., Lutfalla, G., Kremer, L. Deciphering and Imaging Pathogenesis and Cording of Mycobacterium abscessus in Zebrafish Embryos. J. Vis. Exp. (103), e53130, doi:10.3791/53130 (2015).

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