JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Traduzione automatica
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Bioingegneria

Assemblage van cellimitiek ondersteunde en gesuspendeerde lipide bilayer modellen voor de studie van moleculaire interacties

Published: August 03, 2021
doi:
10.3791/62599
, ,
1Department of Chemical Engineering,Worcester Polytechnic Institute, 2Center for Biomedical Engineering, School of Engineering,Brown University

Summary

Dit protocol beschrijft de vorming van cel nabootsende uni-lipide en multi-lipide blaasjes, ondersteunde lipide bilayers en gesuspendeerde lipide bilayers. Deze in vitro modellen kunnen worden aangepast om een verscheidenheid aan lipidetypen op te nemen en kunnen worden gebruikt om verschillende molecuul- en macromolecuulinteracties te onderzoeken.

Abstract

Modelcelmembranen zijn een nuttig screeningsinstrument met toepassingen variërend van vroege ontdekking van geneesmiddelen tot toxiciteitsstudies. Het celmembraan is een cruciale beschermende barrière voor alle celtypen, die de interne cellulaire componenten scheidt van de extracellulaire omgeving. Deze membranen bestaan grotendeels uit een lipide bilayer, die buitenste hydrofiele kopgroepen en binnenste hydrofobe staartgroepen bevat, samen met verschillende eiwitten en cholesterol. De samenstelling en structuur van de lipiden zelf spelen een cruciale rol bij het reguleren van de biologische functie, inclusief interacties tussen cellen en de cellulaire micro-omgeving, die geneesmiddelen, biologische toxines en milieutoxische stoffen kunnen bevatten. In deze studie worden methoden beschreven om uni-lipide en multi-lipide ondersteunde en gesuspendeerde cel nabootsende lipide bilayers te formuleren. Eerder werden uni-lipide fosfatidylcholine (PC) lipide bilayers en multi-lipid placentale trophoblast-geïnspireerde lipide bilayers ontwikkeld voor gebruik bij het begrijpen van moleculaire interacties. Hier zullen methoden voor het bereiken van beide soorten tweelaagse modellen worden gepresenteerd. Voor celimitoren met meerdere lipiden wordt de gewenste lipidesamenstelling eerst bepaald via lipide-extractie uit primaire cellen of cellijnen, gevolgd door vloeistofchromatografie-massaspectrometrie (LC-MS). Met behulp van deze samenstelling worden lipideblaasjes vervaardigd met behulp van een dunne film hydratatie- en extrusiemethode en hun hydrodynamische diameter en zeta-potentieel worden gekarakteriseerd. Ondersteunde en gesuspendeerde lipide bilayers kunnen vervolgens worden gevormd met behulp van kwartskristal microbalans met dissipatiemonitoring (QCM-D) en op een poreus membraan voor gebruik in een parallelle kunstmatige membraandoorlaatbaarheidstest (PAMPA), respectievelijk. De representatieve resultaten benadrukken de reproduceerbaarheid en veelzijdigheid van in vitro celmembraan lipide bilayer modellen. De gepresenteerde methoden kunnen helpen bij een snelle, gemakkelijke beoordeling van de interactiemechanismen, zoals permeatie, adsorptie en inbedding, van verschillende moleculen en macromoleculen met een celmembraan, wat helpt bij de screening van kandidaat-geneesmiddelen en voorspelling van potentiële cellulaire toxiciteit.

Introduction

Het celmembraan, voornamelijk samengesteld uit fosfolipiden, cholesterol en eiwitten, is een cruciaal onderdeel van alle levende cellen1. Met organisatie gedreven door lipide amfififilie, functioneert het celmembraan als een beschermende barrière en reguleert het hoe de cel interageert met zijn omgeving2. Verschillende cellulaire processen zijn afhankelijk van de lipide- en eiwitsamenstelling van hetmembraan 1,2. Celmembraaninteracties zijn bijvoorbeeld belangrijk voor effectieve medicijnafgifte3. Farmaceutische producten, biologische geneesmiddelen, nanomaterialen, biologische toxines en milieutoxische stoffen kunnen de integriteit van een celmembraan beïnvloeden, waardoor de cellulaire functie wordt beïnvloed4. De constructie van in vitro cel nabootsende membraanmodellen op basis van de lipidesamenstelling van celmembranen heeft het potentieel om gemakkelijke hulpmiddelen te bieden om de studie van de potentiële impact van deze materialen op cellen aanzienlijk te verbeteren.

Model lipide bilayers omvatten lipide blaasjes, ondersteunde lipide bilayers, en gesuspendeerde lipide bilayers. Ondersteunde lipide bilayers zijn een model van het fosfolipide celmembraan dat vaak wordt gebruikt in biotechnologische toepassingen waarbij lipideblaasjes worden gescheurd op een ondersteund substraatmateriaal5,6,7,8,9. Een veelgebruikte techniek om de vorming van twee lagen te monitoren is kwartskristal microbalans met dissipatiemonitoring (QCM-D), die de adsorptie van blaasjes onderzoekt in vergelijking met de bulkvloeistofeigenschappen in situ8,10,11,12,13,14 . Eerder is QCM-D gebruikt om aan te tonen dat onder stroomomstandigheden, zodra een kritische blaasjesdekking van fosfatidylcholine (PC) lipideblaasjes op het oppervlak wordt bereikt, ze spontaan scheuren in stijve lipide bilayers15. Eerder werk heeft ook de vorming van ondersteunde lipide bilayer onderzocht met verschillende lipidesamenstellingen16, opname van lipide-eiwitten17,18,19en het gebruik van polymeerkussens20, wat ondersteunde lipide bilayers oplevert die in staat zijn om verschillende aspecten van de celmembraanfunctie na te bootsen.

Lipide bilayers zijn gebruikt om verschillende biologische barrières na te bootsen van subcellulaire tot orgaanniveaus, waaronder mitochondrion, rode bloedcel en levercelmembranen door de fosfolipide-, cholesterol- en glycolipidecomponenten te veranderen21. Deze complexere multi-lipide blaasjes kunnen aanvullende methoden vereisen om vesikelruptuur te bereiken, afhankelijk van de lipidesamenstelling. Eerdere studies hebben bijvoorbeeld een α-spiraalvormig (AH) peptide gebruikt dat is afgeleid van het niet-structurele eiwit 5A van het hepatitis C-virus om dubbellaagse vorming te induceren door de geadsorbeerde lipidenblaasjes te destabiliseren22,23. Met behulp van dit AH-peptide zijn eerder ondersteunde lipide bilayers gevormd die placentacellen nabootsen24. Het grote potentieel van ondersteunde lipide bilayers voor biomedische toepassingen is aangetoond met onderzoeken die moleculair en nanodeeltjestransportomvatten 25,26,omgevingstoxische interacties27,eiwitassemblage en -functie17,18,19,peptide-arrangement en insertie28,29,medicijnscreening30en microfluïdische platforms31.

Gesuspendeerde lipide bilayers zijn gebruikt voor farmaceutische screeningstudies via een parallelle kunstmatige membraandoorlaatbaarheidstest (PAMPA) waarbij een lipide bilayer wordt gesuspendeerd over een poreuze hydrofobe insert32,33,34,35. PAMPA lipide modellen zijn ontwikkeld voor verschillende biologische interfaces, waaronder de bloed-hersenen, buccale, intestinale en transdermale interfaces36. Door zowel de ondersteunde lipide bilayer als PAMPA technieken te combineren, kunnen adsorptie, permeabiliteit en inbedding van verbindingen in lipidecomponenten van een gewenst weefsel- of celtype grondig worden bestudeerd.

Dit protocol beschrijft de fabricage en toepassing van in vitro celmembraan lipide bilayer modellen om verschillende moleculaire interacties te onderzoeken. Voorbereiding van zowel uni-lipide als multi-lipide ondersteunde en gesuspendeerde lipide bilayers is gedetailleerd. Om een ondersteunde lipide bilayer te vormen, worden lipideblaasjes eerst ontwikkeld met behulp van dunne-film hydratatie- en extrusiemethoden gevolgd door fysisch-chemische karakterisering. Vorming van een ondersteunde lipide bilayer met behulp van QCM-D monitoring en fabricage van gesuspendeerde lipidembranen voor gebruik in PAMPA wordt besproken. Ten slotte worden multi-lipide blaasjes voor de ontwikkeling van complexere celnabootsende membranen onderzocht. Met behulp van beide soorten gefabriceerde lipidemembranen laat dit protocol zien hoe deze tool kan worden gebruikt om moleculaire interacties te bestuderen. Over het algemeen construeert deze techniek cel nabootsende lipide bilayers met een hoge reproduceerbaarheid en veelzijdigheid.

Protocol

1. Het ontwikkelen van uni-lipide blaasjes Dunnefilmhydratatiemethode Bereiding en opslag van lipidenbestandsoplossingenOPMERKING: Alle stappen met chloroform moeten worden uitgevoerd in een chemische zuurkast. Chloroform moet altijd worden gepipetteerd met behulp van oplosmiddelveilige koolstofvezelpipetpunten. Oplossingen die chloroform bevatten, moeten altijd in glazen injectieflacons worden bewaard. Bereid een lipidenbouillonoplossing van 10 mg/ml door het juiste volume chloroform toe te…

Representative Results

Dit protocol beschrijft methoden voor het vormen van ondersteunde en gesuspendeerde lipide bilayers (Figuur 1). De eerste stap naar het vormen van een ondersteunde lipide bilayer is het ontwikkelen van lipideblaasjes. Met de mini-extruder kunnen kleine volumes lipideblaasjes worden bereid (1 ml of minder), terwijl de grote extruder het mogelijk maakt om 5-50 ml lipideblaasjes in één batch te bereiden. Grootteverdelingen van uni-lipide blaasjes gevormd door de mini- of grote extruder worden…

Discussion

Dit protocol zorgt voor de vorming van lipideblaasjes, ondersteunde lipide bilayers en gesuspendeerde lipide bilayers. Hier worden kritieke stappen gepresenteerd om elk van deze structuren te vormen. Bij het vormen van lipideblaasjes is het belangrijk om boven de overgangstemperatuur van het lipide uit te extruderen39. Wanneer het onder de overgangstemperatuur ligt, is het lipide fysiek aanwezig in de geordende gelfase39. In deze geordende fase zijn de koolwaterstoflipidens…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit materiaal is gebaseerd op werk dat wordt ondersteund door de National Science Foundation onder Grant No. 1942418 toegekend aan AS, en een National Science Foundation Graduate Research Fellowship toegekend aan C.M.B.H., onder Grant No. 1644760. Alle meningen, bevindingen en conclusies of aanbevelingen die in dit materiaal worden uitgedrukt, zijn die van de auteurs en weerspiegelen niet noodzakelijkerwijs de opvattingen van de National Science Foundation. De auteurs bedanken Dr. Noel Vera-González voor lipide vesikel karakterisering data acquisitie. De auteurs bedanken professor Robert Hurt (Brown University) voor het gebruik van zijn Zetasizer. De auteurs bedanken de Brown University Mass Spectrometry Facility, in het bijzonder Dr. Tun-Li Shen voor hulp bij het kwantificeren van de lipidensamenstelling.

Materials

1-palmitoyl-2-oleoyl-glycero-3-phosphocholine  (POPC, 16:0-18:1 PC) Avanti Polar Lipids 850457
1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phospho-L-serine (sodium salt) (POPS, 16:0-18:1 PS) Avanti Polar Lipids 840034
1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (16:0-18:1 PE) Avanti Polar Lipids 850757
1,2-dioleoyl-sn-glycero-2-phospho-L-serine (DOPS, 18:1 PS) Avanti Polar Lipids 840035
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DOPC, 18:1 (Δ9-Cis) PC) Avanti Polar Lipids 850375
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (DOPE, 18:1 (Δ9-Cis) PE) Avanti Polar Lipids 850725
1,2-distearoyl-sn-glycero-3-ethylphosphocholine (chloride salt) (18:0 EPC (Cl Salt)) Avanti Polar Lipids 890703
3 mL Luer-Loc syringes BD 309657
40 mL sample vial, amber with polytetrafluoroethylene (PTFE)/rubber liner Duran Wheaton Kimble W224605
Acetonitrile Sigma-Aldrich 271004
Alconox Fisher Scientific 50-821-781
Ammonium formate Millipore Sigma LSAC70221
C18, 3.5 um x 50 mm column, SunFire Waters  186002551
Chloroform Millipore Sigma LSAC288306
Cuvette UV Micro LCH 8.5 mm, 50 um, RPK Sarstedt 67.758.001
Di(2-ethylhexyl) phthalate (DEHP) Millipore Sigma 36735
Dimethyl sulfoxide (DMSO) Millipore Sigma LSAC472301
Ethanol Pharmco 111000200
Filter supports, 10 mm Avanti Polar Lipids 610014 Size for mini extruder
Folded capillary zeta cell Malvern Panalytical DTS1070
Isopropanol Sigma-Aldrich 190764-4L
Kimwipes Kimberly Clark 34256
L-α-phosphatidylinositol (soy) (Soy PI) Avanti Polar Lipids 840044
L-α-phosphitidylcholine (Egg, Chicken) Avanti Polar Lipids 840051
LiposoFast ® LF-50 Avestin, Inc.
Methanol Sigma-Aldrich 179337 – 4L
Mini-extruder set with holder/heating block Avanti Polar Lipids 610000
MultiScreen-IP Filter Plate, 0.45 µm, clear, sterile Millipore Sigma MAIPS4510 for PAMPA studies
Nitrogen gas, ultrapure TechAir NI T5.0
Nuclepore hydrophilic membranes, polycarbonate, 19 mm, 0.1 um Whatman 800309 Size for mini extruder
Nuclepore hydrophilic membranes, polycarbonate, 25 mm, 0.1 um Whatman 110605 Size for large extruder
Parafilm Bemis PM999
Phosphate buffer saline (PBS), 10x Genesee Scienfitic 25-507X Dilute to 1x
Qsoft 401 software Biolin Scientific
Quartz Crystal Microbalance with Dissipation Q-Sense Analyzer Biolin Scientific
Scintillation vials, borosilicate glass vials, 20 mL Duran Wheaton Kimble 986561
Silicon Dioxide, thin QSensors Biolin Scientific QSX 303
Sodium chloride (NaCl) Millipore Sigma LSACS5886
Sodium dodecyl sulfate (SDS) Fisher Scientific BP166-100
Solvent Safe pipette tips Sigma-Aldrich S8064
Sphingomyelin (Egg, Chicken) Avanti Polar Lipids 860061
Trizma base Millipore Sigma LSACT1503
Trypsin-ethylenediaminetretaacetic acid Caisson Labs TRL01-6X100ML
Whatman drain disc, 25 mm Whatman 230600 Size for large extruder
Zetasizer ZS90 Malvern Panalytical
Zetasizer 7.01 software Malvern Panalytical
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Lucio, M., Lima, J. L. F. C., Reis, S. Drug-Membrane Interactions: Significance for Medicinal Chemistry. Current Medicinal Chemistry. 17 (17), 1795-1809 (2010).
  2. Mayne, C. G., et al. The cellular membrane as a mediator for small molecule interaction with membrane proteins. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1858 (10), 2290-2304 (2016).
  3. Bunea, A. I., Harloff-Helleberg, S., Taboryski, R., Nielsen, H. M. Membrane interactions in drug delivery: Model cell membranes and orthogonal techniques. Advances in Colloid and Interface Science. 281, 102177 (2020).
  4. Peetla, C., Stine, A., Labhasetwar, V. Biophysical interactions with model lipid membranes: Applications in drug discovery and drug delivery. Molecular Pharmaceutics. 6 (5), 1264-1276 (2009).
  5. Richter, R., Mukhopadhyay, A., Brisson, A. Pathways of Lipid Vesicle Deposition on Solid Surfaces: A Combined QCM-D and AFM Study. Biophysical Journal. 85 (5), 3035-3047 (2003).
  6. Lind, T. K., Cárdenas, M., Wacklin, H. P. Formation of supported lipid bilayers by vesicle fusion: Effect of deposition temperature. Langmuir. 30 (25), 7259-7263 (2014).
  7. Mingeot-Leclercq, M. -. P., Deleu, M., Brasseur, R., Dufrêne, Y. F. Atomic force microscopy of supported lipid bilayers. Nature protocols. 3 (10), 1654-1659 (2008).
  8. Richter, R. P., Bérat, R., Brisson, A. R. Formation of solid-supported lipid bilayers: an integrated view. Langmuir the ACS journal of surfaces and colloids. 22 (8), 3497-3505 (2006).
  9. Chan, Y. -. H. M., Boxer, S. G. Model membrane systems and their applications. Current Opinion in Chemical Biology. 11 (6), 581-587 (2007).
  10. Edvardsson, M., Svedhem, S., Wang, G., Richter, R., Rodahl, M., Kasemo, B. QCM-D and reflectometry instrument: applications to supported lipid structures and their biomolecular interactions. Analytical chemistry. 81 (1), 349-361 (2009).
  11. Rodahl, M., et al. Simultaneous frequency and dissipation factor QCM measurements of biomolecular adsorption and cell adhesion. Faraday Discussions. 107, 229-246 (1997).
  12. Keller, C. A., Glasmästar, K., Zhdanov, V. P., Kasemo, B. Formation of Supported Membranes from Vesicles. Physical Review Letters. 84 (23), 5443-5446 (2000).
  13. Keller, C. A., Kasemo, B. Surface specific kinetics of lipid vesicle adsorption measured with a quartz crystal microbalance. Biophysical journal. 75 (3), 1397-1402 (1998).
  14. Cho, N. -. J., Frank, C. W., Kasemo, B., Höök, F. Quartz crystal microbalance with dissipation monitoring of supported lipid bilayers on various substrates. Nature protocols. 5 (6), 1096-1106 (2010).
  15. Bailey, C. M., Tripathi, A., Shukla, A. Effects of Flow and Bulk Vesicle Concentration on Supported Lipid Bilayer Formation. Langmuir. 33 (43), 11986-11997 (2017).
  16. van Meer, G., Voelker, D. R., Feigenson, G. W. Membrane lipids: where they are and how they behave. Nature reviews. Molecular cell biology. 9 (2), 112-124 (2008).
  17. Rossi, C., Chopineau, J. Biomimetic tethered lipid membranes designed for membrane-protein interaction studies. European Biophysics Journal. 36 (8), 955-965 (2007).
  18. Hatty, C. R., et al. Investigating the interactions of the 18 kDa translocator protein and its ligand PK11195 in planar lipid bilayers. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1838 (3), 1019-1030 (2014).
  19. Min, Y., Kristiansen, K., Boggs, J. M., Husted, C., Zasadzinski, J. a., Israelachvili, J. Interaction forces and adhesion of supported myelin lipid bilayers modulated by myelin basic protein. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (9), 3154-3159 (2009).
  20. Heath, G. R., et al. Layer-by-layer assembly of supported lipid bilayer poly-l-lysine multilayers. Biomacromolecules. 17 (1), 324-335 (2016).
  21. Alberts, B., Lewis, J. The Lipid Bilayer. Molecular Biology of the Cell. , 6-11 (2013).
  22. Cho, N. J., Wang, G., Edvardsson, M., Glenn, J. S., Hook, F., Frank, C. W. Alpha-helical peptide-induced vesicle rupture revealing new insight into the vesicle fusion process as monitored in situ by quartz crystal microbalance-dissipation and reflectometry. Analytical Chemistry. 81 (12), 4752-4761 (2009).
  23. Hardy, G. J., Nayak, R., Munir Alam, S., Shapter, J. G., Heinrich, F., Zauscher, S. Biomimetic supported lipid bilayers with high cholesterol content formed by α-helical peptide-induced vesicle fusion. Journal of Materials Chemistry. 22 (37), 19506-19513 (2012).
  24. Bailey-Hytholt, C. M., Shen, T. L., Nie, B., Tripathi, A., Shukla, A. Placental Trophoblast-Inspired Lipid Bilayers for Cell-Free Investigation of Molecular Interactions. ACS Applied Materials and Interfaces. 12 (28), 31099-31111 (2020).
  25. Domenech, O., Francius, G., Tulkens, P. M., Van Bambeke, F., Dufrêne, Y., Mingeot-Leclercq, M. -. P. Interactions of oritavancin, a new lipoglycopeptide derived from vancomycin, with phospholipid bilayers: Effect on membrane permeability and nanoscale lipid membrane organization. Biochimica et biophysica acta. 1788 (9), 1832-1840 (2009).
  26. Bailey, C. M., Kamaloo, E., Waterman, K. L., Wang, K. F., Nagarajan, R., Camesano, T. a. Size dependence of gold nanoparticle interactions with a supported lipid bilayer: A QCM-D study. Biophysical Chemistry. 203-204, 51-61 (2015).
  27. Bailey-Hytholt, C. M., Puranik, T., Tripathi, A., Shukla, A. Investigating interactions of phthalate environmental toxicants with lipid structures. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 190, 110923 (2020).
  28. Wang, K. F., Nagarajan, R., Camesano, T. A. Antimicrobial peptide alamethicin insertion into lipid bilayer: a QCM-D exploration. Colloids and surfaces. B, Biointerfaces. 116, 472-481 (2014).
  29. Lozeau, L. D., Rolle, M. W., Camesano, T. A. A QCM-D study of the concentration- and time-dependent interactions of human LL37 with model mammalian lipid bilayers. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 167 (1), 229-238 (2018).
  30. Kongsuphol, P., Fang, K. B., Ding, Z. Lipid bilayer technologies in ion channel recordings and their potential in drug screening assay. Sensors and Actuators B: Chemical. 185, 530-542 (2013).
  31. Ren, X., et al. Design, fabrication, and characterization of archaeal tetraether free-standing planar membranes in a PDMS-and PCB-based fluidic platform. ACS Applied Materials & Interfaces. 6 (15), 12618-12628 (2014).
  32. Seo, P. R., Teksin, Z. S., Kao, J. P. Y., Polli, J. E. Lipid composition effect on permeability across PAMPA. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 29 (3-4), 259-268 (2006).
  33. Avdeef, A. The rise of PAMPA. Expert Opinion on Drug Metabolism & Toxicology. 1 (2), 325-342 (2005).
  34. Avdeef, A., Artursson, P., Neuhoff, S., Lazorova, L., Gråsjö, J., Tavelin, S. Caco-2 permeability of weakly basic drugs predicted with the Double-Sink PAMPA method. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 24 (4), 333-349 (2005).
  35. Campbell, S. D., Regina, K. J., Kharasch, E. D. Significance of Lipid Composition in a Blood-Brain Barrier-Mimetic PAMPA Assay. Journal of Biomolecular Screening. 19 (3), 437-444 (2014).
  36. Berben, P., et al. Drug permeability profiling using cell-free permeation tools: Overview and applications. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 119, 219-233 (2018).
  37. Schmidt, D., Lynch, J. Evaluation of the reproducibility of Parallel Artificial Membrane Permation Assays (PAMPA). EMD Millipore Corporation. , (2020).
  38. Bligh, E. G., Dyer, W. J. A Rapid Method of Total Lipid Extraction and Purification. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 37 (8), 911-917 (1959).
  39. Nayar, R., Hope, M. J., Cullis, P. R. Generation of large unilamellar vesicles from long-chain saturated phosphatidylcholines by extrusion technique. BBA – Biomembranes. 986 (2), 200-206 (1989).
  40. Lind, T. K., Skida, M. W. A., Cárdenas, M. Formation and Characterization of Supported Lipid Bilayers Composed of Phosphatidylethanolamine and Phosphatidylglycerol by Vesicle Fusion, a Simple but Relevant Model for Bacterial Membranes. ACS Omega. 4 (6), 10687-10694 (2019).
  41. Berben, P., et al. Drug permeability profiling using cell-free permeation tools: Overview and applications. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 119, 219-233 (2018).
  42. Bermejo, M., et al. PAMPA-a drug absorption in vitro model: 7. Comparing rat in situ, Caco-2, and PAMPA permeability of fluoroquinolones. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 21 (4), 429-441 (2004).
  43. Kerns, E. H., Di, L., Petusky, S., Farris, M., Ley, R., Jupp, P. Application of parallel artificial membrane permeability assay and Caco-2 permeability. Journal of Pharmaceutical Sciences. 93 (6), 1440-1453 (2004).
  44. Masungi, C., et al. Parallel artificial membrane permeability assay (PAMPA) combined with a 10-day multiscreen Caco-2 cell culture as a tool for assessing new drug candidates. Pharmazie. 63 (3), 194-199 (2008).
  45. Vera-González, N., et al. Anidulafungin liposome nanoparticles exhibit antifungal activity against planktonic and biofilm Candida albicans. Journal of Biomedical Materials Research – Part A. 108 (11), 2263-2276 (2020).
  46. Barenholz, Y., Gibbes, D., Litman, B. J., Goll, J., Thompson, T. E., Carlson, F. D. A simple method for the preparation of homogeneous phospholipid vesicles. Biochimica. 16 (1), 2806-2810 (1977).
  47. El Kirat, K., Morandat, S., Dufrêne, Y. F. Nanoscale analysis of supported lipid bilayers using atomic force microscopy. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1798 (4), 750-765 (2010).
  48. Tawa, K., Morigaki, K. Substrate-supported phospholipid membranes studied by surface plasmon resonance and surface plasmon fluorescence spectroscopy. Biophysical Journal. 89 (4), 2750-2758 (2005).
  49. Koenig, B. W., et al. Neutron Reflectivity and Atomic Force Microscopy Studies of a Lipid Bilayer in Water Adsorbed to the Surface of a Silicon Single Crystal. Langmuir. 12 (5), 1343-1350 (1996).
  50. Lind, T. K., Cárdenas, M. Understanding the formation of supported lipid bilayers via vesicle fusion-A case that exemplifies the need for the complementary method approach (Review). Biointerphases. 11 (2), 020801 (2016).
  51. Castellana, E. T., Cremer, P. S. Solid supported lipid bilayers: From biophysical studies to sensor design. Surface Science Reports. 61 (10), 429-444 (2006).
  52. Isaksson, S., et al. Protein-Containing Lipid Bilayers Intercalated with Size-Matched Mesoporous Silica Thin Films. Nano Letters. 17 (1), 476-485 (2017).

Tags

Lipid BilayerMembrane InteractionsPharmaceutical AgentsEnvironmental ToxicantsBiological CompoundsVesicle SuspensionExtrusionPolycarbonate MembraneSupported Lipid BilayerSuspended Lipid Bilayer

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Bailey-Hytholt, C. M., LaMastro, V., Shukla, A. Assembly of Cell Mimicking Supported and Suspended Lipid Bilayer Models for the Study of Molecular Interactions. J. Vis. Exp. (174), e62599, doi:10.3791/62599 (2021).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image