JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Traduzione automatica
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Bioingegneria

Сборка поддерживаемых и взвешенных липидных бислойных моделей, имитирующих клетки, для изучения молекулярных взаимодействий

Published: August 03, 2021
doi:
10.3791/62599
, ,
1Department of Chemical Engineering,Worcester Polytechnic Institute, 2Center for Biomedical Engineering, School of Engineering,Brown University

Summary

Этот протокол описывает образование клеток, имитирующих однолипидные и мультилипидные везикулы, поддерживаемые липидные бислои и взвешенные липидные бислои. Эти модели in vitro могут быть адаптированы для включения различных типов липидов и могут быть использованы для исследования различных взаимодействий молекул и макромолекул.

Abstract

Модельные клеточные мембраны являются полезным инструментом скрининга с приложениями, варьирующимися от раннего открытия лекарств до исследований токсичности. Клеточная мембрана является важнейшим защитным барьером для всех типов клеток, отделяя внутренние клеточные компоненты от внеклеточной среды. Эти мембраны состоят в основном из липидного бислоя, который содержит внешние гидрофильные головные группы и внутренние гидрофобные хвостовые группы, а также различные белки и холестерин. Состав и структура самих липидов играют решающую роль в регулировании биологической функции, включая взаимодействия между клетками и клеточной микросредой, которая может содержать фармацевтические препараты, биологические токсины и токсиканты окружающей среды. В этом исследовании описаны методы формулирования однолипидных и мультилипидных поддерживаемых и взвешенных клеток, имитирующих липидные бислои. Ранее были разработаны однолипидные фосфатидилхолиновые (PC) липидные бислои, а также многолипидные плацентарные трофобласт-вдохновленные липидными бислоями для использования в понимании молекулярных взаимодействий. Здесь будут представлены методы достижения обоих типов двухслойных моделей. Для клеток, имитирующих мультилипидные бислои, желаемую липидную композицию сначала определяют путем экстракции липидов из первичных клеток или клеточных линий с последующей жидкостной хроматографией-масс-спектрометрией (LC-MS). С использованием этой композиции липидные везикулы изготавливают методом тонкопленочной гидратации и экструзии и характеризуют их гидродинамический диаметр и дзета-потенциал. Поддерживаемые и взвешенные липидные бислои затем могут быть сформированы с использованием микровесов кристаллов кварца с мониторингом диссипации (QCM-D) и на пористой мембране для использования в параллельном анализе проницаемости искусственной мембраны (PAMPA), соответственно. Репрезентативные результаты подчеркивают воспроизводимость и универсальность липидных двухслойных моделей in vitro клеточной мембраны. Представленные методы могут помочь в быстрой, поверхностной оценке механизмов взаимодействия, таких как проникновение, адсорбция и встраивание различных молекул и макромолекул с клеточной мембраной, помогая в скрининге кандидатов на лекарства и прогнозировании потенциальной клеточной токсичности.

Introduction

Клеточная мембрана, состоящая в основном из фосфолипидов, холестерина и белков, является важнейшим компонентом всех живых клеток1. Благодаря организации, обусловленной амфифильностью липидов, клеточная мембрана функционирует как защитный барьер и регулирует, как клетка взаимодействует с окружающей средой2. Несколько клеточных процессов зависят от липидного и белкового составамембраны 1,2. Например, клеточные мембранные взаимодействия важны для эффективной доставки лекарств3. Фармацевтические препараты, биологические препараты, наноматериалы, биологические токсины и токсиканты окружающей среды могут влиять на целостность клеточной мембраны, тем самым влияя на клеточную функцию4. Построение моделей мембран in vitro, имитирующих клетки, на основе липидного состава клеточных мембран может обеспечить легкие инструменты для значительного улучшения изучения потенциального воздействия этих материалов на клетки.

Модельные липидные бислои включают липидные везикулы, поддерживаемые липидные бислои и взвешенные липидные бислои. Поддерживаемые липидные бислои представляют собой модель фосфолипидной клеточной мембраны, обычно используемой в биотехнологических приложениях, где липидные везикулы разрываются на поддерживаемом материале субстрата5,6,7,8,9. Одним из распространенных методов, используемых для мониторинга двухслойного образования, является микровес кристаллов кварца с мониторингом диссипации (QCM-D), который исследует адсорбцию везикул в сравнении с объемными свойствами жидкости in situ8,10,11,12,13,14 . Ранее QCM-D использовался для демонстрации того, что в условиях потока, как только на поверхности достигается критическое покрытие пузырчатых липидных пузырьков фосфатидилхолина (ПК), они самопроизвольно разрываются на жесткие липидные бислои15. Предыдущая работа также исследовала образование поддерживаемых липидных бислоев с различными липидными композициями16,включением липидных белков17,18,19и использованием полимерных подушек20,что дает поддерживаемые липидные бислои, способные имитировать различные аспекты функции клеточной мембраны.

Липидные бислои использовались для имитации различных биологических барьеров от субклеточных до органных уровней, включая митохондрии, эритроциты и мембраны клеток печени, путем изменения фосфолипидов, холестерина и гликолипидных компонентов21. Эти более сложные многолипидные везикулы могут потребовать дополнительных методов для достижения разрыва везикул, в зависимости от липидного состава. Например, в предыдущих исследованиях использовался α-спиральный (АГ) пептид, полученный из неструктурного белка 5А вируса гепатита С, чтобы индуцировать образование бислоя путем дестабилизации адсорбированных липидных везикул22,23. Используя этот пептид AH, ранее были сформированы поддерживаемые липидные бислои, имитирующие плацентарные клетки24. Большой потенциал поддерживаемых липидных бислоев для биомедицинских применений был продемонстрирован с помощью исследований, охватывающих перенос молекул и наночастиц25,26,токсикантные взаимодействия окружающей среды27,сборку и функцию белка17,18,19,расположение и введение пептидов28,29,скрининг лекарств30и микрофлюидные платформы31.

Взвешенные липидные бислои были использованы для фармацевтических скрининговых исследований с помощью параллельного искусственного анализа проницаемости мембран (PAMPA), где липидный бислой подвешен через пористую гидрофобную вставку32,33,34,35. Липидные модели PAMPA были разработаны для различных биологических интерфейсов, включая кровяно-мозговой, буккальный, кишечный и трансдермальный интерфейсы36. Комбинируя как поддерживаемый липидный бислой, так и методы PAMPA, можно тщательно изучить адсорбцию, проницаемость и встраивание соединений в липидные компоненты желаемого типа ткани или клеток.

Этот протокол описывает изготовление и применение моделей липидных бислоев клеточной мембраны in vitro для исследования нескольких молекулярных взаимодействий. Подробно описано получение как однолипидных, так и мультилипидных поддерживаемых и взвешенных липидных бислоев. Чтобы сформировать поддерживаемый липидный бислой, липидные везикулы сначала разрабатываются с использованием тонкопленочных методов гидратации и экструзии с последующей физико-химической характеристикой. Обсуждается формирование поддерживаемого липидного бислоя с использованием мониторинга QCM-D и изготовление взвешенных липидных мембран для использования в PAMPA. Наконец, исследуются многолипидные везикулы для развития более сложных клеточных имитирующих мембран. Используя оба типа изготовленных липидных мембран, этот протокол демонстрирует, как этот инструмент может быть использован для изучения молекулярных взаимодействий. В целом, этот метод конструирует клетки, имитирующие липидные бислои с высокой воспроизводимостью и универсальностью.

Protocol

1. Развитие однолипидных везикул Метод тонкопленочной гидратации Приготовление и хранение растворов липидного сырьяПРИМЕЧАНИЕ: Все этапы с использованием хлороформа должны выполняться в химической вытяжке. Хлороформ всегда следует пипетировать с использованием безопас?…

Representative Results

Этот протокол детализирует методы формирования поддерживаемых и взвешенных липидных бислоев(рисунок 1). Первым шагом к формированию поддерживаемого липидного бислоя является развитие липидных пузырьков. Мини-экструдер позволяет готовить небольшие объемы липидных пу…

Discussion

Этот протокол позволяет образовывать липидные везикулы, поддерживаемые липидные бислои и взвешенные липидные бислои. Здесь представлены критические шаги для формирования каждой из этих структур. При образовании липидных пузырьков важно экструдировать выше температуры перехода лип?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Этот материал основан на работе, поддержанной Национальным научным фондом в рамках гранта No 1942418 присужденного A.S., и стипендии Национального научного фонда для аспирантов, присужденной C.M.B.H., в соответствии с грантом No 1644760. Любые мнения, выводы, выводы или рекомендации, выраженные в этом материале, принадлежат авторам и не обязательно отражают взгляды Национального научного фонда. Авторы благодарят доктора Ноэля Веру-Гонсалеса за получение данных о характеристике липидных пузырьков. Авторы благодарят профессора Роберта Херта (Университет Брауна) за использование его Zetasizer. Авторы благодарят Центр масс-спектрометрии Университета Брауна, в частности, доктора Тун-Ли Шена за помощь в количественной оценке липидного состава.

Materials

1-palmitoyl-2-oleoyl-glycero-3-phosphocholine  (POPC, 16:0-18:1 PC) Avanti Polar Lipids 850457
1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phospho-L-serine (sodium salt) (POPS, 16:0-18:1 PS) Avanti Polar Lipids 840034
1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (16:0-18:1 PE) Avanti Polar Lipids 850757
1,2-dioleoyl-sn-glycero-2-phospho-L-serine (DOPS, 18:1 PS) Avanti Polar Lipids 840035
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DOPC, 18:1 (Δ9-Cis) PC) Avanti Polar Lipids 850375
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (DOPE, 18:1 (Δ9-Cis) PE) Avanti Polar Lipids 850725
1,2-distearoyl-sn-glycero-3-ethylphosphocholine (chloride salt) (18:0 EPC (Cl Salt)) Avanti Polar Lipids 890703
3 mL Luer-Loc syringes BD 309657
40 mL sample vial, amber with polytetrafluoroethylene (PTFE)/rubber liner Duran Wheaton Kimble W224605
Acetonitrile Sigma-Aldrich 271004
Alconox Fisher Scientific 50-821-781
Ammonium formate Millipore Sigma LSAC70221
C18, 3.5 um x 50 mm column, SunFire Waters  186002551
Chloroform Millipore Sigma LSAC288306
Cuvette UV Micro LCH 8.5 mm, 50 um, RPK Sarstedt 67.758.001
Di(2-ethylhexyl) phthalate (DEHP) Millipore Sigma 36735
Dimethyl sulfoxide (DMSO) Millipore Sigma LSAC472301
Ethanol Pharmco 111000200
Filter supports, 10 mm Avanti Polar Lipids 610014 Size for mini extruder
Folded capillary zeta cell Malvern Panalytical DTS1070
Isopropanol Sigma-Aldrich 190764-4L
Kimwipes Kimberly Clark 34256
L-α-phosphatidylinositol (soy) (Soy PI) Avanti Polar Lipids 840044
L-α-phosphitidylcholine (Egg, Chicken) Avanti Polar Lipids 840051
LiposoFast ® LF-50 Avestin, Inc.
Methanol Sigma-Aldrich 179337 – 4L
Mini-extruder set with holder/heating block Avanti Polar Lipids 610000
MultiScreen-IP Filter Plate, 0.45 µm, clear, sterile Millipore Sigma MAIPS4510 for PAMPA studies
Nitrogen gas, ultrapure TechAir NI T5.0
Nuclepore hydrophilic membranes, polycarbonate, 19 mm, 0.1 um Whatman 800309 Size for mini extruder
Nuclepore hydrophilic membranes, polycarbonate, 25 mm, 0.1 um Whatman 110605 Size for large extruder
Parafilm Bemis PM999
Phosphate buffer saline (PBS), 10x Genesee Scienfitic 25-507X Dilute to 1x
Qsoft 401 software Biolin Scientific
Quartz Crystal Microbalance with Dissipation Q-Sense Analyzer Biolin Scientific
Scintillation vials, borosilicate glass vials, 20 mL Duran Wheaton Kimble 986561
Silicon Dioxide, thin QSensors Biolin Scientific QSX 303
Sodium chloride (NaCl) Millipore Sigma LSACS5886
Sodium dodecyl sulfate (SDS) Fisher Scientific BP166-100
Solvent Safe pipette tips Sigma-Aldrich S8064
Sphingomyelin (Egg, Chicken) Avanti Polar Lipids 860061
Trizma base Millipore Sigma LSACT1503
Trypsin-ethylenediaminetretaacetic acid Caisson Labs TRL01-6X100ML
Whatman drain disc, 25 mm Whatman 230600 Size for large extruder
Zetasizer ZS90 Malvern Panalytical
Zetasizer 7.01 software Malvern Panalytical
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Lucio, M., Lima, J. L. F. C., Reis, S. Drug-Membrane Interactions: Significance for Medicinal Chemistry. Current Medicinal Chemistry. 17 (17), 1795-1809 (2010).
  2. Mayne, C. G., et al. The cellular membrane as a mediator for small molecule interaction with membrane proteins. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1858 (10), 2290-2304 (2016).
  3. Bunea, A. I., Harloff-Helleberg, S., Taboryski, R., Nielsen, H. M. Membrane interactions in drug delivery: Model cell membranes and orthogonal techniques. Advances in Colloid and Interface Science. 281, 102177 (2020).
  4. Peetla, C., Stine, A., Labhasetwar, V. Biophysical interactions with model lipid membranes: Applications in drug discovery and drug delivery. Molecular Pharmaceutics. 6 (5), 1264-1276 (2009).
  5. Richter, R., Mukhopadhyay, A., Brisson, A. Pathways of Lipid Vesicle Deposition on Solid Surfaces: A Combined QCM-D and AFM Study. Biophysical Journal. 85 (5), 3035-3047 (2003).
  6. Lind, T. K., Cárdenas, M., Wacklin, H. P. Formation of supported lipid bilayers by vesicle fusion: Effect of deposition temperature. Langmuir. 30 (25), 7259-7263 (2014).
  7. Mingeot-Leclercq, M. -. P., Deleu, M., Brasseur, R., Dufrêne, Y. F. Atomic force microscopy of supported lipid bilayers. Nature protocols. 3 (10), 1654-1659 (2008).
  8. Richter, R. P., Bérat, R., Brisson, A. R. Formation of solid-supported lipid bilayers: an integrated view. Langmuir the ACS journal of surfaces and colloids. 22 (8), 3497-3505 (2006).
  9. Chan, Y. -. H. M., Boxer, S. G. Model membrane systems and their applications. Current Opinion in Chemical Biology. 11 (6), 581-587 (2007).
  10. Edvardsson, M., Svedhem, S., Wang, G., Richter, R., Rodahl, M., Kasemo, B. QCM-D and reflectometry instrument: applications to supported lipid structures and their biomolecular interactions. Analytical chemistry. 81 (1), 349-361 (2009).
  11. Rodahl, M., et al. Simultaneous frequency and dissipation factor QCM measurements of biomolecular adsorption and cell adhesion. Faraday Discussions. 107, 229-246 (1997).
  12. Keller, C. A., Glasmästar, K., Zhdanov, V. P., Kasemo, B. Formation of Supported Membranes from Vesicles. Physical Review Letters. 84 (23), 5443-5446 (2000).
  13. Keller, C. A., Kasemo, B. Surface specific kinetics of lipid vesicle adsorption measured with a quartz crystal microbalance. Biophysical journal. 75 (3), 1397-1402 (1998).
  14. Cho, N. -. J., Frank, C. W., Kasemo, B., Höök, F. Quartz crystal microbalance with dissipation monitoring of supported lipid bilayers on various substrates. Nature protocols. 5 (6), 1096-1106 (2010).
  15. Bailey, C. M., Tripathi, A., Shukla, A. Effects of Flow and Bulk Vesicle Concentration on Supported Lipid Bilayer Formation. Langmuir. 33 (43), 11986-11997 (2017).
  16. van Meer, G., Voelker, D. R., Feigenson, G. W. Membrane lipids: where they are and how they behave. Nature reviews. Molecular cell biology. 9 (2), 112-124 (2008).
  17. Rossi, C., Chopineau, J. Biomimetic tethered lipid membranes designed for membrane-protein interaction studies. European Biophysics Journal. 36 (8), 955-965 (2007).
  18. Hatty, C. R., et al. Investigating the interactions of the 18 kDa translocator protein and its ligand PK11195 in planar lipid bilayers. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1838 (3), 1019-1030 (2014).
  19. Min, Y., Kristiansen, K., Boggs, J. M., Husted, C., Zasadzinski, J. a., Israelachvili, J. Interaction forces and adhesion of supported myelin lipid bilayers modulated by myelin basic protein. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (9), 3154-3159 (2009).
  20. Heath, G. R., et al. Layer-by-layer assembly of supported lipid bilayer poly-l-lysine multilayers. Biomacromolecules. 17 (1), 324-335 (2016).
  21. Alberts, B., Lewis, J. The Lipid Bilayer. Molecular Biology of the Cell. , 6-11 (2013).
  22. Cho, N. J., Wang, G., Edvardsson, M., Glenn, J. S., Hook, F., Frank, C. W. Alpha-helical peptide-induced vesicle rupture revealing new insight into the vesicle fusion process as monitored in situ by quartz crystal microbalance-dissipation and reflectometry. Analytical Chemistry. 81 (12), 4752-4761 (2009).
  23. Hardy, G. J., Nayak, R., Munir Alam, S., Shapter, J. G., Heinrich, F., Zauscher, S. Biomimetic supported lipid bilayers with high cholesterol content formed by α-helical peptide-induced vesicle fusion. Journal of Materials Chemistry. 22 (37), 19506-19513 (2012).
  24. Bailey-Hytholt, C. M., Shen, T. L., Nie, B., Tripathi, A., Shukla, A. Placental Trophoblast-Inspired Lipid Bilayers for Cell-Free Investigation of Molecular Interactions. ACS Applied Materials and Interfaces. 12 (28), 31099-31111 (2020).
  25. Domenech, O., Francius, G., Tulkens, P. M., Van Bambeke, F., Dufrêne, Y., Mingeot-Leclercq, M. -. P. Interactions of oritavancin, a new lipoglycopeptide derived from vancomycin, with phospholipid bilayers: Effect on membrane permeability and nanoscale lipid membrane organization. Biochimica et biophysica acta. 1788 (9), 1832-1840 (2009).
  26. Bailey, C. M., Kamaloo, E., Waterman, K. L., Wang, K. F., Nagarajan, R., Camesano, T. a. Size dependence of gold nanoparticle interactions with a supported lipid bilayer: A QCM-D study. Biophysical Chemistry. 203-204, 51-61 (2015).
  27. Bailey-Hytholt, C. M., Puranik, T., Tripathi, A., Shukla, A. Investigating interactions of phthalate environmental toxicants with lipid structures. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 190, 110923 (2020).
  28. Wang, K. F., Nagarajan, R., Camesano, T. A. Antimicrobial peptide alamethicin insertion into lipid bilayer: a QCM-D exploration. Colloids and surfaces. B, Biointerfaces. 116, 472-481 (2014).
  29. Lozeau, L. D., Rolle, M. W., Camesano, T. A. A QCM-D study of the concentration- and time-dependent interactions of human LL37 with model mammalian lipid bilayers. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 167 (1), 229-238 (2018).
  30. Kongsuphol, P., Fang, K. B., Ding, Z. Lipid bilayer technologies in ion channel recordings and their potential in drug screening assay. Sensors and Actuators B: Chemical. 185, 530-542 (2013).
  31. Ren, X., et al. Design, fabrication, and characterization of archaeal tetraether free-standing planar membranes in a PDMS-and PCB-based fluidic platform. ACS Applied Materials & Interfaces. 6 (15), 12618-12628 (2014).
  32. Seo, P. R., Teksin, Z. S., Kao, J. P. Y., Polli, J. E. Lipid composition effect on permeability across PAMPA. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 29 (3-4), 259-268 (2006).
  33. Avdeef, A. The rise of PAMPA. Expert Opinion on Drug Metabolism & Toxicology. 1 (2), 325-342 (2005).
  34. Avdeef, A., Artursson, P., Neuhoff, S., Lazorova, L., Gråsjö, J., Tavelin, S. Caco-2 permeability of weakly basic drugs predicted with the Double-Sink PAMPA method. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 24 (4), 333-349 (2005).
  35. Campbell, S. D., Regina, K. J., Kharasch, E. D. Significance of Lipid Composition in a Blood-Brain Barrier-Mimetic PAMPA Assay. Journal of Biomolecular Screening. 19 (3), 437-444 (2014).
  36. Berben, P., et al. Drug permeability profiling using cell-free permeation tools: Overview and applications. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 119, 219-233 (2018).
  37. Schmidt, D., Lynch, J. Evaluation of the reproducibility of Parallel Artificial Membrane Permation Assays (PAMPA). EMD Millipore Corporation. , (2020).
  38. Bligh, E. G., Dyer, W. J. A Rapid Method of Total Lipid Extraction and Purification. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 37 (8), 911-917 (1959).
  39. Nayar, R., Hope, M. J., Cullis, P. R. Generation of large unilamellar vesicles from long-chain saturated phosphatidylcholines by extrusion technique. BBA – Biomembranes. 986 (2), 200-206 (1989).
  40. Lind, T. K., Skida, M. W. A., Cárdenas, M. Formation and Characterization of Supported Lipid Bilayers Composed of Phosphatidylethanolamine and Phosphatidylglycerol by Vesicle Fusion, a Simple but Relevant Model for Bacterial Membranes. ACS Omega. 4 (6), 10687-10694 (2019).
  41. Berben, P., et al. Drug permeability profiling using cell-free permeation tools: Overview and applications. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 119, 219-233 (2018).
  42. Bermejo, M., et al. PAMPA-a drug absorption in vitro model: 7. Comparing rat in situ, Caco-2, and PAMPA permeability of fluoroquinolones. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 21 (4), 429-441 (2004).
  43. Kerns, E. H., Di, L., Petusky, S., Farris, M., Ley, R., Jupp, P. Application of parallel artificial membrane permeability assay and Caco-2 permeability. Journal of Pharmaceutical Sciences. 93 (6), 1440-1453 (2004).
  44. Masungi, C., et al. Parallel artificial membrane permeability assay (PAMPA) combined with a 10-day multiscreen Caco-2 cell culture as a tool for assessing new drug candidates. Pharmazie. 63 (3), 194-199 (2008).
  45. Vera-González, N., et al. Anidulafungin liposome nanoparticles exhibit antifungal activity against planktonic and biofilm Candida albicans. Journal of Biomedical Materials Research – Part A. 108 (11), 2263-2276 (2020).
  46. Barenholz, Y., Gibbes, D., Litman, B. J., Goll, J., Thompson, T. E., Carlson, F. D. A simple method for the preparation of homogeneous phospholipid vesicles. Biochimica. 16 (1), 2806-2810 (1977).
  47. El Kirat, K., Morandat, S., Dufrêne, Y. F. Nanoscale analysis of supported lipid bilayers using atomic force microscopy. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1798 (4), 750-765 (2010).
  48. Tawa, K., Morigaki, K. Substrate-supported phospholipid membranes studied by surface plasmon resonance and surface plasmon fluorescence spectroscopy. Biophysical Journal. 89 (4), 2750-2758 (2005).
  49. Koenig, B. W., et al. Neutron Reflectivity and Atomic Force Microscopy Studies of a Lipid Bilayer in Water Adsorbed to the Surface of a Silicon Single Crystal. Langmuir. 12 (5), 1343-1350 (1996).
  50. Lind, T. K., Cárdenas, M. Understanding the formation of supported lipid bilayers via vesicle fusion-A case that exemplifies the need for the complementary method approach (Review). Biointerphases. 11 (2), 020801 (2016).
  51. Castellana, E. T., Cremer, P. S. Solid supported lipid bilayers: From biophysical studies to sensor design. Surface Science Reports. 61 (10), 429-444 (2006).
  52. Isaksson, S., et al. Protein-Containing Lipid Bilayers Intercalated with Size-Matched Mesoporous Silica Thin Films. Nano Letters. 17 (1), 476-485 (2017).

Tags

Lipid BilayerMembrane InteractionsPharmaceutical AgentsEnvironmental ToxicantsBiological CompoundsVesicle SuspensionExtrusionPolycarbonate MembraneSupported Lipid BilayerSuspended Lipid Bilayer

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Bailey-Hytholt, C. M., LaMastro, V., Shukla, A. Assembly of Cell Mimicking Supported and Suspended Lipid Bilayer Models for the Study of Molecular Interactions. J. Vis. Exp. (174), e62599, doi:10.3791/62599 (2021).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image