הרכבה של חיקוי תאים מודלים נתמכים ומושעים של בולי עץ לחקר אינטראקציות מולקולריות
Summary
פרוטוקול זה מתאר היווצרות של תאים מחקים שלפוחיות חד-שומנים ורב-שומנים, דו-שכבתי שומנים נתמכים, ושכבות שומנים מושעות. מודלים במבחנה אלה ניתן להתאים לשלב מגוון רחב של סוגי שומנים וניתן להשתמש בהם כדי לחקור מולקולות שונות ואינטראקציות macromolecule.
Abstract
מודל קרום התא הם כלי סינון שימושי עם יישומים החל גילוי סמים מוקדם מחקרים רעילות. קרום התא מהווה מחסום מגן חיוני לכל סוגי התאים, המפריד בין הרכיבים התאיים הפנימיים לסביבה החוץ-תאית. ממברנות אלה מורכבות בעיקר מביבאי שומנים, המכיל קבוצות ראש הידרופיליות החיצוניות וקבוצות זנב הידרופוביות פנימיות, יחד עם חלבונים וכולסטרול שונים. הרכב ומבנה השומנים עצמם ממלאים תפקיד מכריע בוויסות התפקוד הביולוגי, כולל אינטראקציות בין תאים לבין המיקרו-סביבה התאית, שעשויה להכיל תרופות, רעלים ביולוגיים וטפילים סביבתיים. במחקר זה, שיטות לגיבוש חד שומנים, מרובה שומנים תומכים ותא מושעה מחקה bilayers שומנים מתוארים. בעבר, פוספטידילכולין חד שומני (PC) bilayers שומנים, כמו גם רב שומנים שליה טרופיבלסט בהשראת bilayers שומנים פותחו לשימוש בהבנת אינטראקציות מולקולריות. כאן יוצגו שיטות להשגת שני סוגי דגמי הדו-שכבתיה. עבור תאים מחקים דו-שכבתיים מרובי שומנים, הרכב השומנים הרצוי נקבע תחילה באמצעות מיצוי שומנים מתאים ראשיים או מקווי תאים ואחריו ספקטרומטריה נוזלית של כרומטוגרפיה-מסה (LC-MS). באמצעות קומפוזיציה זו, שלפוחיות השומנים מפוברקות בשיטת הידרציה ושחול סרט דק ואת הקוטר ההידרודינמי שלהם ואת פוטנציאל זטה מאופיינים. לאחר מכן ניתן ליצור דו-שכבתי שומנים נתמכים ומושעים באמצעות מיקרו-איזון קריסטל קוורץ עם ניטור פיזור (QCM-D) ועל קרום נקבובי לשימוש בבדיקת חדירות מקבילה של קרום מלאכותי (PAMPA), בהתאמה. התוצאות הייצוגיות מדגישות את הרבייה והרבגוניות של דגמי דו-שכבתי השומנים של קרום התא במבחנה. השיטות המוצגות יכולות לסייע בהערכה מהירה ומקלה של מנגנוני האינטראקציה, כגון חדירות, ספיחה והטמעה, של מולקולות שונות ומקרומולקולות עם קרום התא, המסייעות בהקרנת מועמדים לתרופות וחיזוי רעילות תאית פוטנציאלית.
Introduction
קרום התא, המורכב בעיקר פוספוליפידים, כולסטרול, וחלבונים, הוא מרכיב מכריע של כל התאים החיים1. עם ארגון מונע על ידי אמפיפיליות שומנים בדם, קרום התא מתפקד כמחסום מגן ומסדיר כיצד התא אינטראקציה עם הסביבה שמסביב2. מספר תהליכים תאיים תלויים בהרכב השומנים והחלבון של הממברנה1,2. לדוגמה, אינטראקציות קרום התא חשובות עבור משלוח סמים יעיל3. תרופות, ביולוגיות, ננו-חומרים, רעלנים ביולוגיים ורעילים סביבתיים יכולים להשפיע על שלמות קרום התא, ובכך להשפיע על תפקוד התא4. בניית תאי במבחנה מחקה מודלים ממברנה המבוססים על הרכב השומנים של קרום התא יש פוטנציאל לספק כלים facile כדי לשפר מאוד את המחקר של ההשפעה הפוטנציאלית של חומרים אלה על תאים.
דו-שכבתי השומנים לדוגמה כוללים שלפוחיות שומנים בדם, דו-שכבתי שומנים נתמכים, ובולייה שומנים מושעים. bilayers שומנים נתמכים הם מודל של קרום התא פוספוליפיד נפוץ ביישומי ביוטכנולוגיה שבו שלפוחיות השומנים נקרעים על חומר מצע נתמך5,6,7,8,9. טכניקה נפוצה אחת המשמשת לניטור היווצרות bilayer היא מיקרו-איזון גביש קוורץ עם ניטור פיזור (QCM-D), הבוחן את ספיחת שלפוחיות בהשוואה למאפיינים הנוזליים בתפזורת במקום8,10,11,12,13,14 . בעבר, QCM-D שימש כדי להדגים כי בתנאי זרימה, פעם כיסוי ארסית קריטית של שלפוחיות שומנים (PC) מושגת על פני השטח, הם נקרעים באופן ספונטני לתוך bilayers שומנים נוקשים15. עבודה קודמת חקרה גם היווצרות דו-שכבתית שומנים נתמכת עם הרכבים שומנים שונים16, שילוב של חלבונים שומניםבדם 17,18,19, וניצול כריות פולימר20, מניב bilayers שומנים נתמכים מסוגל לחקות היבטים שונים של תפקוד קרום התא.
bilayers השומנים שימשו כדי לחקות מחסומים ביולוגיים שונים מן תת התא לרמות איברים כולל מיטוכונדריון, תא דם אדום, קרום תא הכבד על ידי שינוי רכיבי פוספוליפיד, כולסטרול, וגליקולפיד21. שלל רב שומנים מורכבים יותר אלה עשויים לדרוש שיטות נוספות כדי להשיג קרע ארסי, בהתאם להרכב השומנים. לדוגמה, מחקרים קודמים השתמשו בפפטיד α-סלילי (AH) הנגזר מהחלבון הלא מובנה של נגיף הפטיטיס C 5A כדי לגרום להיווצרות דו-שכבתית על ידי ערעור שלטי השומנים הפולאים22,23. באמצעות פפטיד AH זה, דו-שכבות שומנים נתמכות המחקות תאי שליה נוצרו בעבר24. הפוטנציאל הגדול של bilayers שומנים נתמך עבור יישומים ביו-רפואיים הוכח עם חקירות המשתרעות על פני מולקולרית וננו-חלקיקים25,26, אינטראקציות רעילות סביבתיות27, הרכבת חלבון ופונקציה17,18,19, סידור פפטיד והכנסת28,29, הקרנת סמים30,ופלטפורמות מיקרופלואידיות31.
bilayers שומנים מושעים שימשו למחקרי הקרנה פרמצבטית באמצעות בדיקת חדירות קרום מלאכותי מקביל (PAMPA) שבו bilayer שומנים מושעה על פני תוספת הידרופובית נקבובי32,33,34,35. מודלים שומנים PAMPA פותחו עבור ממשקים ביולוגיים שונים כולל הדם – מוח, buccal, מעיים, וממשקים transdermal36. על ידי שילוב הן של דו-שכבתי השומנים הנתמכות והן טכניקות PAMPA, ספיחה, חדורות והטמעה של תרכובות בתוך רכיבי השומנים של רקמה רצויה או סוג התא ניתן ללמוד ביסודיות.
פרוטוקול זה מתאר את הייצור והיישום של מודלים bilayer השומנים קרום התא במבחנה לחקור מספר אינטראקציות מולקולריות. הכנת דו-לשוניים חד-שומניים ורב-שומנים הנתמכים והשעייתם של שכבות השומנים מפורטת. כדי ליצור דו-שכבתית שומנים נתמכת, שלפוחיות שומנים מפותחות לראשונה באמצעות שיטות הידרציה ושחול סרט דק ואחריו אפיון פיזיקוכימי. היווצרות של דו-שכבתי שומנים נתמך באמצעות ניטור QCM-D ייצור של קרומי שומנים מושעים לשימוש PAMPA נדון. לבסוף, שלל רב שומנים להתפתחות של ממברנות מורכבות יותר חיקוי תאים נבדקים. באמצעות שני סוגי ממברנות שומנים מפוברקות, פרוטוקול זה מדגים כיצד כלי זה יכול לשמש לחקר אינטראקציות מולקולריות. בסך הכל, טכניקה זו בונה תאים מחקים שכבות שומנים עם רבייה גבוהה ורבגוניות.
Protocol
Representative Results
Discussion
פרוטוקול זה מאפשר היווצרות שלפוחיות שומנים בדם, דו-שכבתי שומנים נתמכים, ו bilayers שומנים מושעה. כאן מוצגים צעדים קריטיים ליצירת כל אחד מהמבנים הללו. בעת יצירת שלל שומנים, חשוב להבלט מעל טמפרטורת המעבר של השומנים39. כאשר מתחת לטמפרטורת המעבר, השומנים נוכחים פיזית בשלב הג’ל המוזמן ש?…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
חומר זה מבוסס על עבודה הנתמכת על ידי הקרן הלאומית למדע תחת גרנט מס ‘ 1942418 שהוענק ל- A.S., ומלגת מחקר לתואר שני של הקרן הלאומית למדע שהוענקה ל- C.M.B.H., תחת גרנט מס ‘1644760. כל הדעות, הממצאים, המסקנות או ההמלצות המובעות בחומר זה הן של המחברים ואינן משקפות בהכרח את עמדות הקרן הלאומית למדע. המחברים מודים לד”ר נואל ורה-גונזלס על רכישת נתוני אפיון השומנים. המחברים מודים לפרופסור רוברט הארט (אוניברסיטת בראון) על השימוש בזטסייזר שלו. המחברים מודים למתקן ספקטרומטריית המסה של אוניברסיטת בראון, בפרט, ד”ר טון-לי שן על הסיוע בכימות הרכב השומנים.
Materials
| 1-palmitoyl-2-oleoyl-glycero-3-phosphocholine (POPC, 16:0-18:1 PC) | Avanti Polar Lipids | 850457 | |
| 1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phospho-L-serine (sodium salt) (POPS, 16:0-18:1 PS) | Avanti Polar Lipids | 840034 | |
| 1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (16:0-18:1 PE) | Avanti Polar Lipids | 850757 | |
| 1,2-dioleoyl-sn-glycero-2-phospho-L-serine (DOPS, 18:1 PS) | Avanti Polar Lipids | 840035 | |
| 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DOPC, 18:1 (Δ9-Cis) PC) | Avanti Polar Lipids | 850375 | |
| 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (DOPE, 18:1 (Δ9-Cis) PE) | Avanti Polar Lipids | 850725 | |
| 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-ethylphosphocholine (chloride salt) (18:0 EPC (Cl Salt)) | Avanti Polar Lipids | 890703 | |
| 3 mL Luer-Loc syringes | BD | 309657 | |
| 40 mL sample vial, amber with polytetrafluoroethylene (PTFE)/rubber liner | Duran Wheaton Kimble | W224605 | |
| Acetonitrile | Sigma-Aldrich | 271004 | |
| Alconox | Fisher Scientific | 50-821-781 | |
| Ammonium formate | Millipore Sigma | LSAC70221 | |
| C18, 3.5 um x 50 mm column, SunFire | Waters | 186002551 | |
| Chloroform | Millipore Sigma | LSAC288306 | |
| Cuvette UV Micro LCH 8.5 mm, 50 um, RPK | Sarstedt | 67.758.001 | |
| Di(2-ethylhexyl) phthalate (DEHP) | Millipore Sigma | 36735 | |
| Dimethyl sulfoxide (DMSO) | Millipore Sigma | LSAC472301 | |
| Ethanol | Pharmco | 111000200 | |
| Filter supports, 10 mm | Avanti Polar Lipids | 610014 | Size for mini extruder |
| Folded capillary zeta cell | Malvern Panalytical | DTS1070 | |
| Isopropanol | Sigma-Aldrich | 190764-4L | |
| Kimwipes | Kimberly Clark | 34256 | |
| L-α-phosphatidylinositol (soy) (Soy PI) | Avanti Polar Lipids | 840044 | |
| L-α-phosphitidylcholine (Egg, Chicken) | Avanti Polar Lipids | 840051 | |
| LiposoFast ® LF-50 | Avestin, Inc. | ||
| Methanol | Sigma-Aldrich | 179337 – 4L | |
| Mini-extruder set with holder/heating block | Avanti Polar Lipids | 610000 | |
| MultiScreen-IP Filter Plate, 0.45 µm, clear, sterile | Millipore Sigma | MAIPS4510 | for PAMPA studies |
| Nitrogen gas, ultrapure | TechAir | NI T5.0 | |
| Nuclepore hydrophilic membranes, polycarbonate, 19 mm, 0.1 um | Whatman | 800309 | Size for mini extruder |
| Nuclepore hydrophilic membranes, polycarbonate, 25 mm, 0.1 um | Whatman | 110605 | Size for large extruder |
| Parafilm | Bemis | PM999 | |
| Phosphate buffer saline (PBS), 10x | Genesee Scienfitic | 25-507X | Dilute to 1x |
| Qsoft 401 software | Biolin Scientific | ||
| Quartz Crystal Microbalance with Dissipation Q-Sense Analyzer | Biolin Scientific | ||
| Scintillation vials, borosilicate glass vials, 20 mL | Duran Wheaton Kimble | 986561 | |
| Silicon Dioxide, thin QSensors | Biolin Scientific | QSX 303 | |
| Sodium chloride (NaCl) | Millipore Sigma | LSACS5886 | |
| Sodium dodecyl sulfate (SDS) | Fisher Scientific | BP166-100 | |
| Solvent Safe pipette tips | Sigma-Aldrich | S8064 | |
| Sphingomyelin (Egg, Chicken) | Avanti Polar Lipids | 860061 | |
| Trizma base | Millipore Sigma | LSACT1503 | |
| Trypsin-ethylenediaminetretaacetic acid | Caisson Labs | TRL01-6X100ML | |
| Whatman drain disc, 25 mm | Whatman | 230600 | Size for large extruder |
| Zetasizer ZS90 | Malvern Panalytical | ||
| Zetasizer 7.01 software | Malvern Panalytical |
Riferimenti
- Lucio, M., Lima, J. L. F. C., Reis, S. Drug-Membrane Interactions: Significance for Medicinal Chemistry. Current Medicinal Chemistry. 17 (17), 1795-1809 (2010).
- Mayne, C. G., et al. The cellular membrane as a mediator for small molecule interaction with membrane proteins. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1858 (10), 2290-2304 (2016).
- Bunea, A. I., Harloff-Helleberg, S., Taboryski, R., Nielsen, H. M. Membrane interactions in drug delivery: Model cell membranes and orthogonal techniques. Advances in Colloid and Interface Science. 281, 102177 (2020).
- Peetla, C., Stine, A., Labhasetwar, V. Biophysical interactions with model lipid membranes: Applications in drug discovery and drug delivery. Molecular Pharmaceutics. 6 (5), 1264-1276 (2009).
- Richter, R., Mukhopadhyay, A., Brisson, A. Pathways of Lipid Vesicle Deposition on Solid Surfaces: A Combined QCM-D and AFM Study. Biophysical Journal. 85 (5), 3035-3047 (2003).
- Lind, T. K., Cárdenas, M., Wacklin, H. P. Formation of supported lipid bilayers by vesicle fusion: Effect of deposition temperature. Langmuir. 30 (25), 7259-7263 (2014).
- Mingeot-Leclercq, M. -. P., Deleu, M., Brasseur, R., Dufrêne, Y. F. Atomic force microscopy of supported lipid bilayers. Nature protocols. 3 (10), 1654-1659 (2008).
- Richter, R. P., Bérat, R., Brisson, A. R. Formation of solid-supported lipid bilayers: an integrated view. Langmuir the ACS journal of surfaces and colloids. 22 (8), 3497-3505 (2006).
- Chan, Y. -. H. M., Boxer, S. G. Model membrane systems and their applications. Current Opinion in Chemical Biology. 11 (6), 581-587 (2007).
- Edvardsson, M., Svedhem, S., Wang, G., Richter, R., Rodahl, M., Kasemo, B. QCM-D and reflectometry instrument: applications to supported lipid structures and their biomolecular interactions. Analytical chemistry. 81 (1), 349-361 (2009).
- Rodahl, M., et al. Simultaneous frequency and dissipation factor QCM measurements of biomolecular adsorption and cell adhesion. Faraday Discussions. 107, 229-246 (1997).
- Keller, C. A., Glasmästar, K., Zhdanov, V. P., Kasemo, B. Formation of Supported Membranes from Vesicles. Physical Review Letters. 84 (23), 5443-5446 (2000).
- Keller, C. A., Kasemo, B. Surface specific kinetics of lipid vesicle adsorption measured with a quartz crystal microbalance. Biophysical journal. 75 (3), 1397-1402 (1998).
- Cho, N. -. J., Frank, C. W., Kasemo, B., Höök, F. Quartz crystal microbalance with dissipation monitoring of supported lipid bilayers on various substrates. Nature protocols. 5 (6), 1096-1106 (2010).
- Bailey, C. M., Tripathi, A., Shukla, A. Effects of Flow and Bulk Vesicle Concentration on Supported Lipid Bilayer Formation. Langmuir. 33 (43), 11986-11997 (2017).
- van Meer, G., Voelker, D. R., Feigenson, G. W. Membrane lipids: where they are and how they behave. Nature reviews. Molecular cell biology. 9 (2), 112-124 (2008).
- Rossi, C., Chopineau, J. Biomimetic tethered lipid membranes designed for membrane-protein interaction studies. European Biophysics Journal. 36 (8), 955-965 (2007).
- Hatty, C. R., et al. Investigating the interactions of the 18 kDa translocator protein and its ligand PK11195 in planar lipid bilayers. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1838 (3), 1019-1030 (2014).
- Min, Y., Kristiansen, K., Boggs, J. M., Husted, C., Zasadzinski, J. a., Israelachvili, J. Interaction forces and adhesion of supported myelin lipid bilayers modulated by myelin basic protein. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (9), 3154-3159 (2009).
- Heath, G. R., et al. Layer-by-layer assembly of supported lipid bilayer poly-l-lysine multilayers. Biomacromolecules. 17 (1), 324-335 (2016).
- Alberts, B., Lewis, J. The Lipid Bilayer. Molecular Biology of the Cell. , 6-11 (2013).
- Cho, N. J., Wang, G., Edvardsson, M., Glenn, J. S., Hook, F., Frank, C. W. Alpha-helical peptide-induced vesicle rupture revealing new insight into the vesicle fusion process as monitored in situ by quartz crystal microbalance-dissipation and reflectometry. Analytical Chemistry. 81 (12), 4752-4761 (2009).
- Hardy, G. J., Nayak, R., Munir Alam, S., Shapter, J. G., Heinrich, F., Zauscher, S. Biomimetic supported lipid bilayers with high cholesterol content formed by α-helical peptide-induced vesicle fusion. Journal of Materials Chemistry. 22 (37), 19506-19513 (2012).
- Bailey-Hytholt, C. M., Shen, T. L., Nie, B., Tripathi, A., Shukla, A. Placental Trophoblast-Inspired Lipid Bilayers for Cell-Free Investigation of Molecular Interactions. ACS Applied Materials and Interfaces. 12 (28), 31099-31111 (2020).
- Domenech, O., Francius, G., Tulkens, P. M., Van Bambeke, F., Dufrêne, Y., Mingeot-Leclercq, M. -. P. Interactions of oritavancin, a new lipoglycopeptide derived from vancomycin, with phospholipid bilayers: Effect on membrane permeability and nanoscale lipid membrane organization. Biochimica et biophysica acta. 1788 (9), 1832-1840 (2009).
- Bailey, C. M., Kamaloo, E., Waterman, K. L., Wang, K. F., Nagarajan, R., Camesano, T. a. Size dependence of gold nanoparticle interactions with a supported lipid bilayer: A QCM-D study. Biophysical Chemistry. 203-204, 51-61 (2015).
- Bailey-Hytholt, C. M., Puranik, T., Tripathi, A., Shukla, A. Investigating interactions of phthalate environmental toxicants with lipid structures. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 190, 110923 (2020).
- Wang, K. F., Nagarajan, R., Camesano, T. A. Antimicrobial peptide alamethicin insertion into lipid bilayer: a QCM-D exploration. Colloids and surfaces. B, Biointerfaces. 116, 472-481 (2014).
- Lozeau, L. D., Rolle, M. W., Camesano, T. A. A QCM-D study of the concentration- and time-dependent interactions of human LL37 with model mammalian lipid bilayers. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 167 (1), 229-238 (2018).
- Kongsuphol, P., Fang, K. B., Ding, Z. Lipid bilayer technologies in ion channel recordings and their potential in drug screening assay. Sensors and Actuators B: Chemical. 185, 530-542 (2013).
- Ren, X., et al. Design, fabrication, and characterization of archaeal tetraether free-standing planar membranes in a PDMS-and PCB-based fluidic platform. ACS Applied Materials & Interfaces. 6 (15), 12618-12628 (2014).
- Seo, P. R., Teksin, Z. S., Kao, J. P. Y., Polli, J. E. Lipid composition effect on permeability across PAMPA. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 29 (3-4), 259-268 (2006).
- Avdeef, A. The rise of PAMPA. Expert Opinion on Drug Metabolism & Toxicology. 1 (2), 325-342 (2005).
- Avdeef, A., Artursson, P., Neuhoff, S., Lazorova, L., Gråsjö, J., Tavelin, S. Caco-2 permeability of weakly basic drugs predicted with the Double-Sink PAMPA method. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 24 (4), 333-349 (2005).
- Campbell, S. D., Regina, K. J., Kharasch, E. D. Significance of Lipid Composition in a Blood-Brain Barrier-Mimetic PAMPA Assay. Journal of Biomolecular Screening. 19 (3), 437-444 (2014).
- Berben, P., et al. Drug permeability profiling using cell-free permeation tools: Overview and applications. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 119, 219-233 (2018).
- Schmidt, D., Lynch, J. Evaluation of the reproducibility of Parallel Artificial Membrane Permation Assays (PAMPA). EMD Millipore Corporation. , (2020).
- Bligh, E. G., Dyer, W. J. A Rapid Method of Total Lipid Extraction and Purification. Canadian Journal of Biochemistry and Physiology. 37 (8), 911-917 (1959).
- Nayar, R., Hope, M. J., Cullis, P. R. Generation of large unilamellar vesicles from long-chain saturated phosphatidylcholines by extrusion technique. BBA – Biomembranes. 986 (2), 200-206 (1989).
- Lind, T. K., Skida, M. W. A., Cárdenas, M. Formation and Characterization of Supported Lipid Bilayers Composed of Phosphatidylethanolamine and Phosphatidylglycerol by Vesicle Fusion, a Simple but Relevant Model for Bacterial Membranes. ACS Omega. 4 (6), 10687-10694 (2019).
- Berben, P., et al. Drug permeability profiling using cell-free permeation tools: Overview and applications. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 119, 219-233 (2018).
- Bermejo, M., et al. PAMPA-a drug absorption in vitro model: 7. Comparing rat in situ, Caco-2, and PAMPA permeability of fluoroquinolones. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 21 (4), 429-441 (2004).
- Kerns, E. H., Di, L., Petusky, S., Farris, M., Ley, R., Jupp, P. Application of parallel artificial membrane permeability assay and Caco-2 permeability. Journal of Pharmaceutical Sciences. 93 (6), 1440-1453 (2004).
- Masungi, C., et al. Parallel artificial membrane permeability assay (PAMPA) combined with a 10-day multiscreen Caco-2 cell culture as a tool for assessing new drug candidates. Pharmazie. 63 (3), 194-199 (2008).
- Vera-González, N., et al. Anidulafungin liposome nanoparticles exhibit antifungal activity against planktonic and biofilm Candida albicans. Journal of Biomedical Materials Research – Part A. 108 (11), 2263-2276 (2020).
- Barenholz, Y., Gibbes, D., Litman, B. J., Goll, J., Thompson, T. E., Carlson, F. D. A simple method for the preparation of homogeneous phospholipid vesicles. Biochimica. 16 (1), 2806-2810 (1977).
- El Kirat, K., Morandat, S., Dufrêne, Y. F. Nanoscale analysis of supported lipid bilayers using atomic force microscopy. Biochimica et Biophysica Acta – Biomembranes. 1798 (4), 750-765 (2010).
- Tawa, K., Morigaki, K. Substrate-supported phospholipid membranes studied by surface plasmon resonance and surface plasmon fluorescence spectroscopy. Biophysical Journal. 89 (4), 2750-2758 (2005).
- Koenig, B. W., et al. Neutron Reflectivity and Atomic Force Microscopy Studies of a Lipid Bilayer in Water Adsorbed to the Surface of a Silicon Single Crystal. Langmuir. 12 (5), 1343-1350 (1996).
- Lind, T. K., Cárdenas, M. Understanding the formation of supported lipid bilayers via vesicle fusion-A case that exemplifies the need for the complementary method approach (Review). Biointerphases. 11 (2), 020801 (2016).
- Castellana, E. T., Cremer, P. S. Solid supported lipid bilayers: From biophysical studies to sensor design. Surface Science Reports. 61 (10), 429-444 (2006).
- Isaksson, S., et al. Protein-Containing Lipid Bilayers Intercalated with Size-Matched Mesoporous Silica Thin Films. Nano Letters. 17 (1), 476-485 (2017).
