Summary

Análise da função do gene e Visualização de Cilia-Generated fluxo de fluidos em vesículas de Kupffer

Published: March 31, 2013
doi:

Summary

Cílios gerado o fluxo de fluido na vesícula de Kupffer (KV) controla esquerda-direita padronização do embrião do peixe-zebra. Aqui, nós descrevemos uma técnica para modular a função do gene especificamente em células KV. Além disso, vamos mostrar como entregar partículas fluorescentes em KV para visualizar o fluxo de fluido.

Abstract

Órgãos internos como o coração, cérebro, intestino e desenvolver esquerda-direita (LR) assimetrias que são críticos para suas funções normais 1. Cílios móveis estão envolvidos no estabelecimento LR assimetria em embriões de vertebrados, incluindo rato, sapo, e zebrafish 2-6. Estes 'LR' cílios gerar fluxo de fluido assimétrica que é necessária para desencadear uma conservada assimétrica Nodal (TGF-β superfamília) cascata de sinalização na mesoderme da placa lateral esquerda, que é pensado para proporcionar informação LR padronização para o desenvolvimento de órgãos 7. Assim, para compreender os mecanismos subjacentes à padronização LR, é essencial identificar os genes que regulam a organização das células ciliadas LR, a motilidade e tempo de LR cílios e a sua capacidade de gerar um fluxo assimétrico robusto.

No embrião do peixe-zebra, cílios LR estão localizados na vesícula de Kupffer (KV) 2,4,5. KV é composta de uma única camada de células epiteliais monociliatedque encerram um lúmen cheias de líquido. Mapeamento de destino tem mostrado que KV é derivado a partir de um grupo de ~ 20-30 células conhecidas como células de precursor dorsal (DFC) que migram para a margem dorsal blastoderme, durante os estágios epiboly 8,9. Durante as fases iniciais somito, DFC cluster e diferenciam-se em células epiteliais ciliadas, para formar KV no tailbud do embrião 10,11. A capacidade de identificar e rastrear DFC em combinação com transparência óptica e rápido desenvolvimento do peixe-zebra-embrião zebrafish KV fazer um sistema excelente modelo para estudar as células ciliadas LR.

Curiosamente, os progenitores da linhagem de células DFC / KV reter pontes citoplasmáticas entre a célula de gema até 4 horas pós-fertilização (hpf), enquanto pontes entre o citoplasma de células de gema e de outras células embrionárias perto após 2 hpf 8. Aproveitando essas pontes citoplasmáticas, desenvolvemos uma estratégia de injeção de estágio específico para entregar morfolino oligonucleotides (MO) exclusivamente para SFD e knockdown da função de um gene alvo nestes 12 células. Esta técnica cria embriões quiméricos em que a função do gene é derrubados na linhagem DFC / KV desenvolvimento no contexto de um embrião de tipo selvagem. Para analisar o fluxo de fluido assimétrica na KV, injetamos microesferas fluorescentes para o lúmen KV e movimento recorde talão usando videomicroscopia 2. O fluxo do fluido é facilmente visualizado e pode ser quantificado seguindo o deslocamento do grânulo ao longo do tempo.

Aqui, o uso da fase específica DFC segmentada técnica knockdown do gene e a injecção de microesferas fluorescentes em KV para visualizar o fluxo, apresenta um protocolo que proporciona uma abordagem eficaz para caracterizar o papel de um gene específico durante o desenvolvimento e função KV.

Protocol

Visão de Estágio Específicos Injeções Embrião Zebrafish Os oligonucleótidos anti-morfolino (MO), os quais se ligam a um ARNm alvo e interromper a expressão de proteína a partir dessa transcrição, são amplamente utilizados no gene knockdown (perda de função) Estudos em peixes-zebra 13,14. Ferramentas de genes, LLC oferece MOs que são marcados com um carboxifluoresceína (emite fluorescência verde) ou lissamina (emite fluorescência vermelha) para detectar MO em embriõ…

Representative Results

Injecções fase específicos MO proporcionar uma abordagem útil para a análise da função dos genes em compartimentos específicos do embrião. Figura 1 apresenta um diagrama de fluxo das estratégias de injecção utilizados para testar a função de genes em DFC / KV células e como introduzir partículas fluorescentes para visualizar o fluxo do fluido em KV. A distribuição de MO fluorescente em fase de sucesso específicos embriões injectados está representado esquematicamente nas fig…

Discussion

Usando estágio específicos injeções para atingir MO à linhagem de células DFC / KV é uma abordagem útil para o estudo de células-autonomia da função do gene e evitar fenótipos pleiotrópicos causados ​​por knockdown do gene global. No entanto, essas injeções pode ser tecnicamente desafiadora. Injecção de MO entre os estágios de células 256 e 1000 células pode resultar em três resultados possíveis: 1) o MO permanece agregados no local da injecção, 2) se difunde ao longo do MO gema e entra DFC /…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos Fiona Foley para suporte excelente laboratório e cuidados zebrafish. Este trabalho foi suportado uma comunhão AHA predoctoral a GW (11PRE5730027) e concede NHLBI para HJY (R01HL66292) e ADC (R01HL095690).

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalogue Number
Standard Control oligo-Lissamine tagged Gene Tools, LLC
Custom Rock2b morpholino oligo Gene Tools, LLC
Fluoresbrite Multifluorescent 0.5 micron Microspheres Polysciences, Inc. 24054

References

  1. Sutherland, M. J., Ware, S. M. Disorders of left-right asymmetry: heterotaxy and situsinversus. Am. J. Med. Genet. C Semin. Med. Genet. 151C (4), 307-317 (2009).
  2. Essner, J. J., Amack, J. D., Nyholm, M. K., Harris, E. B., Yost, H. J. Kupffer’s vesicle is a ciliated organ of asymmetry in the zebrafish embryo that initiates left-right development of the brain, heart and gut. Development. 132 (6), 1247-1260 (2005).
  3. Nonaka, S., et al. Randomization of left-right asymmetry due to loss of nodal cilia generating leftward flow of extraembryonic fluid in mice lacking KIF3B motor protein. Cell. 95 (6), 829-837 (1998).
  4. Essner, J. J., et al. Conserved function for embryonic nodal cilia. Nature. 418 (6893), 37-38 (2002).
  5. Kramer-Zucker, A. G., et al. Cilia-driven fluid flow in the zebrafish pronephros, brain and Kupffer’s vesicle is required for normal organogenesis. Development. 132 (8), 1907-1921 (2005).
  6. Schweickert, A., et al. Cilia-driven leftward flow determines laterality in Xenopus. Curr. Biol. 17 (1), 60-66 (2007).
  7. Tabin, C. J. The key to left-right asymmetry. Cell. 127 (1), 27-32 (2006).
  8. Cooper, M. S., D’Amico, L. A. A cluster of noninvolutingendocytic cells at the margin of the zebrafish blastoderm marks the site of embryonic shield formation. Dev. Biol. 180 (1), 184-198 (1996).
  9. Melby, A. E., Warga, R. M., Kimmel, C. B. Specification of cell fates at the dorsal margin of the zebrafish gastrula. Development. 122 (7), 2225-2237 (1996).
  10. Amack, J. D., Wang, X., Yost, H. J. Two T-box genes play independent and cooperative roles to regulate morphogenesis of ciliated Kupffer’s vesicle in zebrafish. Dev. Biol. 310 (2), 196-210 (2007).
  11. Oteiza, P., Koppen, M., Concha, M. L., Heisenberg, C. P. Origin and shaping of the laterality organ in zebrafish. Development. 135 (16), 2807-2813 (2008).
  12. Amack, J. D., Yost, H. J. The T box transcription factor no tail in ciliated cells controls zebrafish left-right asymmetry. Curr. Biol. 14 (8), 685-690 (2004).
  13. Nasevicius, A., Ekker, S. C. Effective targeted gene ‘knockdown’ in zebrafish. Nat. Genet. 26 (2), 216-220 (2000).
  14. Bill, B. R., Petzold, A. M., Clark, K. J., Schimmenti, L. A., Ekker, S. C. A primer for morpholino use in zebrafish. Zebrafish. 6 (1), 69-77 (2009).
  15. Kimmel, C. B., Law, R. D. Cell lineage of zebrafish blastomeres. I. Cleavage pattern and cytoplasmic bridges between cells. Dev. Biol. 108 (1), 78-85 (1985).
  16. Arrington, C. B., Yost, H. J. Extra-embryonic syndecan 2 regulates organ primordia migration and fibrillogenesis throughout the zebrafish embryo. Development. 136 (18), 3143-3152 (2009).
  17. Caron, A., Xu, X., Lin, X. Wnt/beta-catenin signaling directly regulates Foxj1 expression and ciliogenesis in zebrafish Kupffer’s vesicle. Development. 139 (3), 514-524 (2012).
  18. Wang, G., et al. The Rho kinase Rock2b establishes anteroposterior asymmetry of the ciliated Kupffer’s vesicle in zebrafish. Development. 138 (1), 45-54 (2011).
  19. Aamar, E., Dawid, I. B. Sox17 and chordin are required for formation of Kupffer’s vesicle and left-right asymmetry determination in zebrafish. Dev. Dyn. 239 (11), 2980-2988 (2010).
  20. Neugebauer, J. M., Amack, J. D., Peterson, A. G., Bisgrove, B. W., Yost, H. J. FGF signalling during embryo development regulates cilia length in diverse epithelia. Nature. 458 (7238), 651-654 (2009).
  21. Schneider, I., et al. Zebrafish Nkd1 promotes Dvl degradation and is required for left-right patterning. Dev. Biol. 348 (1), 22-33 (2010).
  22. Matsui, T., et al. Canopy1, a positive feedback regulator of FGF signaling, controls progenitor cell clustering during Kupffer’s vesicle organogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (24), 9881-9886 (2011).
  23. Shu, X., et al. Na,K-ATPase alpha2 and Ncx4a regulate zebrafish left-right patterning. Development. 134 (10), 1921-1930 (2007).
  24. Esguerra, C. V. Ttrap is an essential modulator of Smad3-dependent Nodal signaling during zebrafish gastrulation and left-right axis determination. Development. 134 (24), 4381-4393 (2007).
  25. Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function. J. Vis. Exp. (25), e1115 (2009).
  26. Yuan, S., Sun, Z. Microinjection of mRNA and Morpholino Antisense Oligonucleotides in Zebrafish Embryos. J. Vis. Exp. (27), e1113 (2009).
  27. Molina, G., et al. Zebrafish chemical screening reveals an inhibitor of Dusp6 that expands cardiac cell lineages. Nat. Chem. Biol. 5 (9), 680-687 (2009).
  28. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev. Dyn. 203 (3), 253-310 (1995).
  29. Schneider, I., Houston, D. W., Rebagliati, M. R., Slusarski, D. C. Calcium fluxes in dorsal forerunner cells antagonize beta-catenin and alter left-right patterning. Development. 135 (1), 75-84 (2008).
  30. Clement, A., Solnica-Krezel, L., Gould, K. L. The Cdc14B phosphatase contributes to ciliogenesis in zebrafish. Development. 138 (2), 291-302 (2011).
  31. Matsui, T., Bessho, Y. Left-right asymmetry in zebrafish. Cell Mol. Life Sci. , (2012).
check_url/kr/50038?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Wang, G., Yost, H. J., Amack, J. D. Analysis of Gene Function and Visualization of Cilia-Generated Fluid Flow in Kupffer’s Vesicle. J. Vis. Exp. (73), e50038, doi:10.3791/50038 (2013).

View Video