Summary

Analyse av gen-funksjon og visualisering av Cilia-generert Væskestrøm i Kupffer sin Vesikkel

Published: March 31, 2013
doi:

Summary

Cilia-genererte strømning i Kupffer sin Vesikkel (KV) styrer venstre-høyre mønster av sebrafisk embryo. Her beskriver vi en teknikk å modulere genfunksjon spesifikt i kV celler. I tillegg viser vi hvordan å levere fluorescerende perler inn KV å visualisere fluidstrømning.

Abstract

Indre organer som hjerte, hjerne, og gut utvikle venstre-høyre (LR) asymmetrier som er kritiske for sine normale funksjoner en. Bevegelige flimmerhårene er involvert i å etablere LR asymmetri i virveldyr embryoer, inkludert mus, frosk, og sebrafisk 2-6. Disse "LR cilia 'generere asymmetrisk væskestrømmen som er nødvendig for å utløse en konservert asymmetrisk Nodal (TGF-β superfamily) signaliserer cascade i venstre lateral plate mesoderm, som er tenkt å gi LR mønster for utformingen organer 7. Derfor, for å forstå mekanismene bak LR mønster, er det viktig å identifisere gener som regulerer organiseringen av LR ciliated celler, motilitet og lengden LR cilia og deres evne til å generere robuste asymmetrisk flyt.

I sebrafisk embryo, er LR flimmerhårene ligger i Kupffer sin vesikkel (KV) 2,4,5. KV består av et enkelt lag av monociliated epitelcellersom omslutter en væskefylt hulrom. Fate kartlegging har vist at KV er avledet fra en gruppe av ~ 20-30 celler kjent som dorsal forløperen celler (DFCS) som vandrer på dorsal blastoderm marginen under epiboly stadier 8,9. Under tidlig somitt stadier, til DFCS klynge og skille ut ciliated epitelceller danne KV i tailbud av embryoet 10,11. Evnen til å identifisere og spore DFCS-i kombinasjon med optisk åpenhet og rask utvikling av sebrafisk embryo-make sebrafisk KV en utmerket modellsystem for å studere LR ciliated celler.

Interessant, stamfedre av DFC / KV celle avstamning beholde cytoplasmatiske broer mellom eggeplomme celle opp til 4 timers post-fertilisering (HPF), mens cytoplasmatiske broer mellom eggeplomme celle og andre embryonale celler tett etter to HPF 8. Dra nytte av disse cytoplasmatiske broer, har vi utviklet en scene-spesifikk injeksjon strategi om å levere morfolino oligonucleotides (MO) utelukkende DFCS og knockdown funksjonen til en målrettet genet i disse cellene 12. Denne teknikken skaper kimære embryoer som gen-funksjon er slått ned i DFC / KV avstamning utvikling i sammenheng med en vill-type embryo. Å analysere asymmetrisk strømning i KV, injiserer vi fluorescerende mikroperler i KV lumen og ta perle bevegelse ved hjelp videomicroscopy 2. Fluidstrømmen er lett visualisert og kan kvantifiseres ved å spore perle fortrengning over tid.

Her, ved hjelp av scenen-spesifikk DFC målrettede genet knockdown teknikk og injeksjon av fluorescerende mikroperler inn KV å visualisere flyten presenterer vi en protokoll som gir en effektiv tilnærming for å karakterisere rollen av en bestemt gen under KV utvikling og funksjon.

Protocol

Oversikt over Stage-spesifikke sebrafisk embryo injeksjoner Antisens Morpholino oligonukleotider (MO), som binder seg til en målrettet mRNA og forstyrre protein uttrykk fra at avskrift, er mye brukt i gene knockdown (tap-av-funksjon) studier i sebrafisk 13,14. Gene Tools, tilbyr LLC MOS som er merket med enten karboksyfluorescens (avgir grønn fluorescens) eller lissamine (avgir rød fluorescens) for å oppdage MO i injisert embryoer med fluorescerende mikroskopi. Ved å injisere MO…

Representative Results

Stage-spesifikke MO injeksjoner gi en nyttig tilnærming å analysere genfunksjon i bestemte avdelinger av embryoet. Figur 1 viser et flytskjema over de injeksjon strategier benyttes for å teste genfunksjon i DFC / KV celler og hvordan å introdusere fluorescerende perler å visualisere fluidstrømning i KV. Fordelingen av fluorescerende MO i vellykkede stadium-spesifikke injisert embryoer er vist skjematisk i figurene 1D-F og i levende embryoer i Figur 2. En mislykket…

Discussion

Bruke scene-spesifikke injeksjoner for å målrette MO til DFC / KV celle avstamning er en god metode for å studere celle-autonomi genfunksjon og unngå mitogen fenotyper forårsaket av global gene knockdown. Imidlertid kan disse injeksjonene være teknisk utfordrende. Injeksjon av MO mellom 256-celle og 1000-celle stadier kan resultere i tre mulige utfall: 1) MO forblir samlet på injeksjonsstedet, 2) Mo diffunderer gjennom eggeplomme og går DFC / KV celler eller 3) Mo diffunderer gjennom eggeplomme og inngår DFC / …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi takker Fiona Foley for utmerket lab støtte og sebrafisk omsorg. Dette arbeidet ble støttet en AHA predoctoral fellesskap å GW (11PRE5730027) og NHLBI tilskudd til HJY (R01HL66292) og JDA (R01HL095690).

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalogue Number
Standard Control oligo-Lissamine tagged Gene Tools, LLC
Custom Rock2b morpholino oligo Gene Tools, LLC
Fluoresbrite Multifluorescent 0.5 micron Microspheres Polysciences, Inc. 24054

References

  1. Sutherland, M. J., Ware, S. M. Disorders of left-right asymmetry: heterotaxy and situsinversus. Am. J. Med. Genet. C Semin. Med. Genet. 151C (4), 307-317 (2009).
  2. Essner, J. J., Amack, J. D., Nyholm, M. K., Harris, E. B., Yost, H. J. Kupffer’s vesicle is a ciliated organ of asymmetry in the zebrafish embryo that initiates left-right development of the brain, heart and gut. Development. 132 (6), 1247-1260 (2005).
  3. Nonaka, S., et al. Randomization of left-right asymmetry due to loss of nodal cilia generating leftward flow of extraembryonic fluid in mice lacking KIF3B motor protein. Cell. 95 (6), 829-837 (1998).
  4. Essner, J. J., et al. Conserved function for embryonic nodal cilia. Nature. 418 (6893), 37-38 (2002).
  5. Kramer-Zucker, A. G., et al. Cilia-driven fluid flow in the zebrafish pronephros, brain and Kupffer’s vesicle is required for normal organogenesis. Development. 132 (8), 1907-1921 (2005).
  6. Schweickert, A., et al. Cilia-driven leftward flow determines laterality in Xenopus. Curr. Biol. 17 (1), 60-66 (2007).
  7. Tabin, C. J. The key to left-right asymmetry. Cell. 127 (1), 27-32 (2006).
  8. Cooper, M. S., D’Amico, L. A. A cluster of noninvolutingendocytic cells at the margin of the zebrafish blastoderm marks the site of embryonic shield formation. Dev. Biol. 180 (1), 184-198 (1996).
  9. Melby, A. E., Warga, R. M., Kimmel, C. B. Specification of cell fates at the dorsal margin of the zebrafish gastrula. Development. 122 (7), 2225-2237 (1996).
  10. Amack, J. D., Wang, X., Yost, H. J. Two T-box genes play independent and cooperative roles to regulate morphogenesis of ciliated Kupffer’s vesicle in zebrafish. Dev. Biol. 310 (2), 196-210 (2007).
  11. Oteiza, P., Koppen, M., Concha, M. L., Heisenberg, C. P. Origin and shaping of the laterality organ in zebrafish. Development. 135 (16), 2807-2813 (2008).
  12. Amack, J. D., Yost, H. J. The T box transcription factor no tail in ciliated cells controls zebrafish left-right asymmetry. Curr. Biol. 14 (8), 685-690 (2004).
  13. Nasevicius, A., Ekker, S. C. Effective targeted gene ‘knockdown’ in zebrafish. Nat. Genet. 26 (2), 216-220 (2000).
  14. Bill, B. R., Petzold, A. M., Clark, K. J., Schimmenti, L. A., Ekker, S. C. A primer for morpholino use in zebrafish. Zebrafish. 6 (1), 69-77 (2009).
  15. Kimmel, C. B., Law, R. D. Cell lineage of zebrafish blastomeres. I. Cleavage pattern and cytoplasmic bridges between cells. Dev. Biol. 108 (1), 78-85 (1985).
  16. Arrington, C. B., Yost, H. J. Extra-embryonic syndecan 2 regulates organ primordia migration and fibrillogenesis throughout the zebrafish embryo. Development. 136 (18), 3143-3152 (2009).
  17. Caron, A., Xu, X., Lin, X. Wnt/beta-catenin signaling directly regulates Foxj1 expression and ciliogenesis in zebrafish Kupffer’s vesicle. Development. 139 (3), 514-524 (2012).
  18. Wang, G., et al. The Rho kinase Rock2b establishes anteroposterior asymmetry of the ciliated Kupffer’s vesicle in zebrafish. Development. 138 (1), 45-54 (2011).
  19. Aamar, E., Dawid, I. B. Sox17 and chordin are required for formation of Kupffer’s vesicle and left-right asymmetry determination in zebrafish. Dev. Dyn. 239 (11), 2980-2988 (2010).
  20. Neugebauer, J. M., Amack, J. D., Peterson, A. G., Bisgrove, B. W., Yost, H. J. FGF signalling during embryo development regulates cilia length in diverse epithelia. Nature. 458 (7238), 651-654 (2009).
  21. Schneider, I., et al. Zebrafish Nkd1 promotes Dvl degradation and is required for left-right patterning. Dev. Biol. 348 (1), 22-33 (2010).
  22. Matsui, T., et al. Canopy1, a positive feedback regulator of FGF signaling, controls progenitor cell clustering during Kupffer’s vesicle organogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (24), 9881-9886 (2011).
  23. Shu, X., et al. Na,K-ATPase alpha2 and Ncx4a regulate zebrafish left-right patterning. Development. 134 (10), 1921-1930 (2007).
  24. Esguerra, C. V. Ttrap is an essential modulator of Smad3-dependent Nodal signaling during zebrafish gastrulation and left-right axis determination. Development. 134 (24), 4381-4393 (2007).
  25. Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function. J. Vis. Exp. (25), e1115 (2009).
  26. Yuan, S., Sun, Z. Microinjection of mRNA and Morpholino Antisense Oligonucleotides in Zebrafish Embryos. J. Vis. Exp. (27), e1113 (2009).
  27. Molina, G., et al. Zebrafish chemical screening reveals an inhibitor of Dusp6 that expands cardiac cell lineages. Nat. Chem. Biol. 5 (9), 680-687 (2009).
  28. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev. Dyn. 203 (3), 253-310 (1995).
  29. Schneider, I., Houston, D. W., Rebagliati, M. R., Slusarski, D. C. Calcium fluxes in dorsal forerunner cells antagonize beta-catenin and alter left-right patterning. Development. 135 (1), 75-84 (2008).
  30. Clement, A., Solnica-Krezel, L., Gould, K. L. The Cdc14B phosphatase contributes to ciliogenesis in zebrafish. Development. 138 (2), 291-302 (2011).
  31. Matsui, T., Bessho, Y. Left-right asymmetry in zebrafish. Cell Mol. Life Sci. , (2012).
check_url/kr/50038?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Wang, G., Yost, H. J., Amack, J. D. Analysis of Gene Function and Visualization of Cilia-Generated Fluid Flow in Kupffer’s Vesicle. J. Vis. Exp. (73), e50038, doi:10.3791/50038 (2013).

View Video