This protocol describes the labeling of epidermal growth factor receptor (EGFR) on COS7 fibroblast cells, and subsequent correlative light- and electron microscopy of whole cells in hydrated state. The label contained fluorescent quantum dots. The protocol can be used to study the stoichiometry of EGFR at the single molecule level.
Este protocolo describe el etiquetado del receptor del factor de crecimiento epidérmico (EGFR) en las células de fibroblastos COS7, y la posterior microscopía de fluorescencia y microscopía correlativa electrónico de barrido ambiental (ESEM) de células enteras en estado hidratado. Puntos cuánticos fluorescentes (QDs) se acoplaron a EGFR a través de un protocolo de etiquetado de dos pasos, proporcionando un etiquetado proteína eficiente y específica, evitando al mismo tiempo la agrupación inducida etiqueta del receptor. Microscopía de fluorescencia proporciona imágenes visión general de las localizaciones celulares del EGFR. La microscopía electrónica de transmisión de barrido (STEM) detector se utilizó para detectar las etiquetas QD con una resolución de escala nanométrica. Las imágenes resultantes proporcionan los datos correlativos de la distribución EGFR celular, y la estequiometría a nivel molecular única en el contexto natural de la célula intacta hidratado. Imágenes ESEM-STEM revelaron el receptor esté presente como monómero, como homodímero, y en pequeños grupos. Etiquetado con dos puntos cuánticos diferentes,es decir, uno que emite a 655 nm ya 800 revelado resultados característicos similares.
Un nuevo enfoque se ha introducido recientemente, a las células enteras de imagen con proteínas marcadas en estado líquido mediante STEM 1-3, o microscopía de fluorescencia correlativa y STEM 4-7. Esta metodología es capaz de estudiar la distribución espacial de las proteínas de membrana y complejos de proteínas incluyendo su estequiometría a nivel de una sola molécula en las membranas plasmáticas de células enteras intactas. Aquí se describe un protocolo que implica un etiquetado específico en dos etapas de las proteínas del receptor con puntos cuánticos fluorescentes (puntos cuánticos) 8, y la microscopía de luz correlativa y ESEM-STEM. Como ejemplo, se estudió el EGFR, una proteína de membrana que pertenece a la superfamilia de la proteína quinasa. Tras la unión del ligando, el receptor se activa y luego forma un dímero con otra EGFR activado; la cascada de señales posterior impulsa la proliferación celular 9. Las mutaciones que conducen a la expresión de EGFR o actividad anormal juegan un papel central en muchos tipos de cáncer 10. Estudiar eng la disposición espacial de este receptor de membrana en células enteras proporciona información de contexto importante acerca de su función y posibles cambios de los mismos 11-14. Pero sigue siendo un reto para investigar la distribución de los monómeros, dímeros EGFR, y racimos directamente en una (sub) nivel celular con métodos de microscopía biochemical- o convencionales 15. Nuestro método es capaz de visualizar EGFR con una resolución espacial de unos pocos nanómetros tales que las ubicaciones de las proteínas en un complejo se puede determinar. Lo más importante, la información obtenida acerca de la distribución estequiométrica se refiere a la situación nativa de la proteína en la célula intacta.
Con el fin de lograr una corta distancia entre la etiqueta y el receptor, EGFR fue etiquetado directamente a través de su ligando EGF, utilizando un enlace biotina-estreptavidina a un QD. Esta etiqueta se puede detectar tanto con microscopía por fluorescencia y de electrones. Hemos utilizado esta etiqueta para imágenes correlativa de las células COS7 enlíquido encerrado en una cámara de microfluidos previamente 1,16,17. Sin embargo, a causa de un múltiplo de estreptavidina moléculas por QD, esta etiqueta puede inducir la agrupación de receptores, lo que lleva a una eficiencia baja o etiquetado experimentos bastante caros, y no es posible concluir sobre la estequiometría de la proteína bajo investigación. Etiqueta de la agrupación de receptores inducida puede evitarse por completo mediante el empleo del procedimiento de marcaje de dos pasos que aquí se presenta, dando como resultado una sonda que comprende EGF biotinilado al que se acopla sólo un estreptavidina puntos cuánticos (QD-STR). Las células se incubaron con EGF primera biotinilado, y después se fijaron. La etapa de fijación determina el punto de tiempo en el que se detienen los procesos de proteína (dependiendo de la velocidad de la fijación). STR-QD se aplica a partir de entonces como segundo paso del protocolo de marcaje. La agrupación no tiene lugar desde el movimiento de la membrana dinámica de las proteínas es impedida una vez que las proteínas son fijos. Además, la solución STR-QD, que es elmás componente caro del experimento, se puede aplicar en una baja concentración optimizada, y esta segunda etapa de etiquetado no es momento crucial, es decir, el QD se puede acoplar en varios minutos.
Para estudiar la estequiometría de EGFR como distribuido en células enteras, las muestras celulares se prepararon en los microchips de silicio 18. Después de aplicar el etiquetado QD de dos pasos, y la grabación de imágenes de microscopía de fluorescencia, las células se enjuagaron con agua pura, y la imagen en estado hidratado utilizando ESEM-STEM 19. Las imágenes correlativos resultantes proporcionan información sobre la distribución EGFR celular, y la estequiometría en su contexto natural de las células hidratadas. Un método similar se utilizó para estudiar las proteínas HER2 en células de cáncer de mama en un estudio reciente 7.
El estudio de la distribución espacial y la estequiometría de las proteínas de membrana, tales como el EGFR, en células enteras proporciona información de contexto importante acerca de su función y posibles cambios de los mismos 11-14. Es un reto para estudiar la distribución de monómeros, dímeros, y clusters directamente en un nivel subcelular utilizando métodos bioquímicos usados comúnmente, para lo cual se pierde la información sobre la localización de la proteína en la célula o diferencias entre las células 15. Los métodos de etiquetado y microscopía descritos aquí permiten la visualización de los complejos de proteínas en una escala de longitud de unos pocos nanómetros de modo que su estequiometría puede ser estudiado en el contexto de las células individuales, intactos 4-7. Esto no es posible con (súper resolución) microscopía de luz 23, ya que su resolución no es suficiente para distinguir las moléculas que participan en un complejo de proteínas. Förster de transferencia de energía de resonancia (FRET) es una técnica de promediado de conjunto <sup> 24, y no detecta necesariamente los dímeros y clusters de orden superior, como consecuencia del corto alcance de la transferencia de energía 25. Ensayos de ligadura de proximidad 26 no miden realmente las distancias y por lo tanto no son capaces de distinguir entre una región celular con una alta densidad de proteínas, inevitablemente, conduce a una serie de cercanías detectados por casualidad, de una región celular con una densidad de proteínas similares, pero que contiene proteínas complejos que presentan distintas distancias entre las etiquetas. La alta resolución requerida para visualizar los componentes de complejos de proteínas se logra mediante microscopía electrónica de transmisión (TEM). Sin embargo, TEM convencional de células enteras está limitado por el requisito de muestras delgadas / secciones cortando a través de la membrana plasmática 27, o la membrana plasmática de rasgadura o que interrumpen 28,29 resultando en formados al azar pequeños trozos de membrana. La membrana plasmática por lo tanto no se forma la imagen en su conjunto, lo que lleva a una faltainformación de contexto celular de posiblemente crucial.
Otros retos experimentales para el estudio de la estequiometría proteína en las células se derivan de la proteína de etiquetado aplicada. Comúnmente immunolabeling utilizado lleva la dificultad que uno-a-uno estequiometría entre el receptor y la etiqueta sólo se puede lograr con una sonda monovalente; este no es el caso cuando se requieren anticuerpos primarios y secundarios. Para obtener información acerca de la estequiometría de proteínas, se requiere que una sonda se une única para un epítopo en el receptor y tiene un sitio de unión para una sonda fluorescente o un alto número atómico de nanopartículas en el otro lado. En segundo lugar, la precisión alcanzable con el anticuerpo etiquetado se limita a causa de su gran tamaño 30 a 30 nm, de modo que una discriminación entre proteínas vecinos individuales, homodímeros, o grupos más grandes no es factible, al menos no para receptores de la familia EGFR. Etiquetas específicas mucho más pequeñas son conocidos en la literatura y la can aplicarse incluso para el marcaje intracelular 31 pero los que no son de uso común. La longitud de toda la etiqueta (EGF-biotina-estreptavidina-QD) es de una dimensión similar a la del EGFR, y suficientemente pequeño para ser capaz de detectar el dímero. Por otra parte, el procedimiento de marcaje en dos etapas descrito evita etiquetado inducida por la agrupación de receptores.
Nuestro método no es muy difícil, no mucho más de microscopía de fluorescencia de proteínas marcadas. Sin embargo, un experimento necesita ser llevado a cabo con gran cuidado, ya que el número de pasos de suma y un error en uno de los pasos puede dar lugar a un fracaso total en el experimento. Manejo de los microchips no es más tedioso que el manejo de las rejillas TEM, pero algunos chips vacíos de formación se recomienda. ESEM-STEM de las células hidratadas enteros es probablemente el aspecto más difícil, y requiere al menos un operador experto y varios días de práctica con el fin de llegar a una solución en torno a 3 nm, según sea necesario para visualizar los puntos cuánticos. Presa de radiaciónla edad de la muestra bajo investigación presenta un riesgo. La presión y la temperatura deben ser vigilados cuidadosamente para mantener una capa de agua. Por otra parte, el espesor de la capa de agua puede variar entre las células. Es aconsejable para controlar la presencia de la capa de agua utilizando el detector de electrones gaseosa por encima de la muestra, tal como se describe en otro lugar 6. Regiones celulares sólo deberían obtenerse imágenes de una o dos veces para evitar daños.
Una limitación clave del método es que la información de alta resolución sobre la ultraestructura está ausente. Otras técnicas, por ejemplo, TEM cryo, se necesitan para estudiar la estructura de la proteína, y la ultraestructura celular 15. En segundo lugar, el estudio de la interacción dinámica de un múltiplo de proteínas en células vivas en el microscopio de lapso de tiempo no es factible debido a los daños por radiación, y requiere el estado de la técnica de microscopía de luz 23. Actualmente, nuestro método no es capaz de determinar el nivel absoluto de dímeros ya que el leficiencia Abeling es desconocida, pero se espera añadir estos datos en el futuro. Sin embargo, es posible decir si los dímeros están presentes o no. Desde la literatura se sabe, que incluso un etiquetado de eficiencia en torno al 15% es suficiente para detectar dímeros con la suficiente significación estadística 32.
Es fácilmente posible estudiar otros receptores unidos a la membrana a través de su ligando, a través de biotinilados fragmentos Fab de anticuerpos específicos, o mediante otros enlazadores pequeños 7 utilizando el protocolo de marcaje en dos etapas descrito. Como ya hemos demostrado que dos colores diferentes (tamaños) de los puntos cuánticos pueden ser usados, y el etiquetado nanopartícula de oro se utilizó en el trabajo previo 6, parece factible para etiquetar múltiples especies de proteínas en el mismo experimento. El desafío clave para el estudio de la estequiometría de múltiples especies de proteínas es asegurar una eficiencia similar etiquetado para ambas especies o por lo menos una normalización de la estequiometría relativa obtenida en el respetoive eficiencia de etiquetado. Sin embargo, los dos puntos cuánticos diferentes utilizadas en este estudio no parecen diferir mucho en la eficiencia de etiquetado (véanse las Figuras 2 y 4). El método descrito implica el etiquetado de dos pasos con puntos cuánticos, y microscopía de fluorescencia correlativa y ESEM-STEM presenta un método viable para estudiar la compleja interacción de proteínas de membrana en las membranas plasmáticas de células enteras intactas.
The authors have nothing to disclose.
We thank E. Arzt for his support through INM, M. Koch for help with the ESEM, and DENS Solutions for providing the microchips. Research in part supported by the Leibniz Competition 2013.
Inverted fluorescence microscope | Leica | AF6000 + DMI6000B | |
ESEM | FEI Company | Quanta 400 FEG | |
Chemicals | |||
DMEM (1x) + GlutaMax + glucose + pyruvate | Gibco | 31966-021 | |
DPBS (1x) – Calcium chloride – Magnesium chlorid | Gibco | 14190-144 | |
Fetal bovine serum, Performance Plus (FBS) | Gibco | 16000-036 | |
Cellstripper | Mediatech, Inc. | 25-056 Cl | |
Water, chromasolv Plus for HPLC | Sigma-Aldrich | 34877-2.5L | |
PBS Roti-Stock 10x PBS | Carl Roth | 1058.1 | |
Ethanol, Rotisolv HPLC grade | Carl Roth | P076.2 | |
Albumin Fraction V, biotin-free (BSA) | Carl Roth | O163.2 | |
Gelatin, from cold water fish skin | Sigma-Aldrich | G7041-500G | |
Glycine | Carl Roth | T873.1 | |
shoul | Molecular Probes | E3477 | |
Sodium teraborate decahydrate | Sigma-Aldrich | S9640-500G | |
Boric acid | Sigma-Aldrich | B6768-500G | |
Qdot 655 streptavidin conjugate | Molecular Probes | Q10121MP | |
Qdot 800 streptavidin conjugate | Molecular Probes | Q10173MP | |
Materials | |||
Silicon microchips with silicon nitride membranes | DENS Solutions | Custom made | |
of 50 nm thickness and dimensions of 50 µm x 0.40 mm |