Summary

Intracerebroventrikulær og intravaskulær injeksjon av viruspartikler og Fluorescent mikroperler inn i Neonatal Brain

Published: July 24, 2016
doi:

Summary

Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization.

Abstract

I studien på patogenesen av viral encefalitt, er infeksjonen metode kritisk. Den første av de to hovedinfeksjonsveier til hjernen er det hematogenous rute som involverer infeksjon av endotelcellene og pericytes i hjernen. Den andre er intracerebroventrikulær (ICV) rute. Når innenfor det sentrale nervesystemet (CNS), kan virus spre seg til subarachnoid plass, hjernehinnene, og choroid plexus via spinalvæsken. I eksperimentelle modeller, er de tidligste stadiene av CNS viral distribusjon ikke godt karakterisert, og det er uklart om bare visse celler blir først smittet. Her har vi analysert fordelingen av cytomegalovirus (CMV) partikler under den akutte fase av infeksjonen, betegnet primær viremi etter ICV eller intravaskulær (IV) injeksjon i den neonatale mus hjernen. I ICV injeksjons modellen, ble 5 ul murine CMV (mCMV) eller fluorescerende mikrokuler injiseres inn i den laterale ventrikkel i midpoint mellom øret og øyet ved anvendelse av en 10-mL sprøyte med en 27 G nål. I IV-injeksjon modellen, ble en 1 ml sprøyte med en 35 G nål anvendes. En transilluminator ble brukt til å visualisere den overfladiske temporal (ansikts) åre av den neonatale mus. Vi tilført 50 ul mCMV eller fluorescerende mikroperler inn i overfladiske temp blodåre. Hjerner ble innhøstet ved forskjellige tidspunkter etter injeksjon. MCMV genomer ble påvist ved hjelp av in situ hybridisering metode. Fluorescent mikroperler eller grønt fluorescerende protein uttrykker rekombinante mCMV partiklene ble observert av fluorescerende mikroskopi. Disse teknikkene kan brukes på mange andre patogener for å undersøke patogenesen av encefalitt.

Introduction

Når man studerer viral encefalitt, er den initiale fordeling av virale partikler meget viktig å forstå sykdom patogenese, og å identifisere virale mål i hjernen. De fleste virus varierer i størrelse fra 20 til 300 nm, selv om Pandoravirus er mer enn 700 nm i størrelse 1. Fordelingen av de virale partikler i den akutte fase av infeksjonen kan være avhengig av størrelsen av partiklene, fordelingen av cellulære reseptorer, eller affiniteten av de cellulære reseptorer for virus. I dyremodeller intracerebroventrikulær (ICV), intraperitoneal, direkte placenta, og intravenøs (IV) infeksjoner har blitt brukt til å studere patogenesen av viral encefalitt. ICV inokulering med virus blir ofte brukt til å etablere sentralnervesystemet (CNS) infeksjoner i mus. Studier ved hjelp av denne teknikken rapportere utbredte infeksjoner, særlig av celler i periventrikulær soner og i områder av hjernen i direkte kontakt med cerebrospinalvæske (CSF), Similär til effekten av viral ventriculoencephalitis. Den lille størrelsen på adeno-assosiert virus (AAV) partikler (20 – 25 nm i diameter) letter deres spredning i hele hjernen i ICV infeksjoner 2-4. Intraperitoneal 5, direkte placenta 6, og IV injeksjoner 7 representerer hematogenic systemisk administrasjon. Inntrengning av viruspartikler gjennom blod-hjerne-barrieren (BBB) ​​gjør det mulig for dem å nå parenchyma av den neonatale hjerne, som representerer diffuse mikrogliaceller knuter 8,9.

Cytomegalovirus (CMV) er et vanlig virus som tilhører herpesvirusfamilien. I USA, 50% – har 80% av befolkningen hadde CMV infeksjon etter alder 40. CMV infeksjoner er sjelden skadelig, men kan forårsake sykdom hos immunsupprimerte pasienter og fostre. Av alle leveranser, 0,2% – er 2% født med CMV 10, noe som resulterer i alvorlige symptomer som microcephaly, periventrikulær forkalkning, lillehjernen Hypoplasia, micrøyebetennelse, og synsnerven atrofi 11,12. Videre forekomme mental retardasjon, sensorinevralt hørselstap, synsfeil, beslag og epilepsi i ca 10% av ikke-uopprettelige CMV-infiserte spedbarn 13,14. CNS dysfunksjon er den mest vanlige karakteristiske symptomet på CMV medfødt avvik. Flere barn er permanent deaktivert hvert år av medfødt CMV enn ved Down syndrom, føtalt alkoholsyndrom, eller ryggmargsbrokk 15. Det finnes ingen vaksine mot CMV tilgjengelig på det nåværende, ringer for et behov for en trygg og effektiv vaksine. Å studere interaksjonen av CMV-partikler med deres reseptorer i den tidligste fase av infeksjonen er viktig å forstå virkningen av vaksinasjon.

Ventriculoencephalitis og diffuse mikrogliaceller knuter er de to viktigste patologiske kjennetegn ved CMV encefalitt 16. Det har vært usikkert hvor CMV-partikler (150-300 nm) spredd gjennom hjernen i den akutte fase av infeksjonen ennd hvordan fordelingen av cellulære reseptorer og deres affinitet for virus bidra til viral spredning. Kawasaki et al. Har evaluert ICV og IV infeksjoner fra perspektivet av fordelingen av partiklene og deres reseptorer (β1 integrin) i den tidligste fase av infeksjonen. Vi har funnet at spredning av CMV-partikler og ekspresjonen av integrin β1 er godt korrelert i den tidligste fase av infeksjonen i både ICV og IV infeksjoner 8. ICV infeksjon er en modell av ventriculoencephalitis og IV infeksjon er en modell av diffuse mikrogliaceller knuter. Studerer dynamikken i virale eller fluorescerende partikler vil gi nyttig informasjon om effekten av partikkelstørrelse, viral interaksjon med cellulære reseptorer, og mekanismen for BBB penetrasjon i hjernen. Den følgende protokoll kan benyttes for å undersøke eventuelle virusinfeksjoner og virusvektor i CNS.

Protocol

Alle forsøksprotokoller ble godkjent av Animal Care komité Hamamatsu University of School of Medicine. 1. Utarbeidelse av mCMV (Smith stamme) og rekombinant M32-forbedret grønt fluorescerende protein (EGFP) -MCMV Generer rekombinant M32-EGFP-mCMV henhold til fremgangsmåten som følger (1.2 til 1.9), og som tidligere beskrevet 8. Bruke rekombinante virus utledet fra Smith-stamme av villtype mCMV (deponeringsnummer: U68299). Sett EGFP (4,361 basepar, bp) mel…

Representative Results

I studier av patogenesen av viral encefalitt, er smittemåte viktig. Den hematogenous rute utgjør en akutt infeksjon av endotelcellene og pericytes av hjernen, mens den ICV rute utgjør en akutt infeksjon sprer seg via CSF gjennom subarachnoid plass, rekker til hjernehinnene og choroid plexus. For å analysere den første fordelingen av partiklene i akutte hjernebetennelse, in situ hybridisering detektere mCMV genomer og direkte observasjon av M32-EGFP-mCMV partikler eller fluo…

Discussion

I dyremodeller, ICV, intraperitoneal, direkte placenta og IV-infeksjoner har blitt brukt til å studere patogenesen av viral encefalitt. Vi fokuserte på ICV og IV injeksjon modeller av neonatal mus for enkelhet av prosedyrene og fordelen av direkte injeksjon av partikler i målområdet. Selv intraperitoneal infeksjon er en enkel metode, viruspartikler spres systemisk via en indirekte prosess 5,24. Direkte placenta infeksjon er en god metode for å studere embryonale systemisk infeksjon. Men denne metoden kre…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors thank Mr. Masaaki Kaneta, Ms. Hiromi Suzuki, and Ms. Mitsue Kawashima (Department of Regenerative and Infectious Pathology, Hamamatsu University School of Medicine) for their excellent technical assistance. This work was supported by the Japan Society for the Promotion of Science, KAKENHI Grant Number 23590445.

Materials

Tris; tris(hydroxymethyl)- aminomethane Sigma-Aldrich T-6791
HCl Sigma-Aldrich H-1758
pEGFP-N1 vector  Clontech #6085-1
D-sorbitol Sigma-Aldrich S-1876
SPHERO TM Fluorescent Polystyrene Nile Red 0.04-0.06 Spherotech, Inc. FP-00556-2
SPHERO TM Fluorescent Polystyrene Nile Red 0.1-0.3 Spherotech, Inc. FP-0256-2
SPHERO TM Fluorescent Polystyrene Nile Red 1.7-2.2 Spherotech, inc.  FP-2056-2
10% mouse serum DAKO  X0910
C57BL/6 mouse SLC, Inc.
ICR mouse SLC, Inc.
Modified Microliter Syringes (7000 Series) Hamilton company
35-gauge needle Saito Medical
A Wee Sight Transilluminator Phillips Healthcare 1017920
O.C.T.Compound Sakura Finetek 4583
RNase A Sigma-Aldrich R4642
Nonidet(R) P-40 Nacalai 25223-04
citrate buffer (pH6) x10 Sigma-Aldrich C9999-100ml
pepsin Sigma-Aldrich P6887
EDTA dojindo N001
Formamide TCI F0045
Dextran sulfate sodium salt Sigma-Aldrich 42867-5G
Denhardt's Solution (50X) ThermoFishcer sceintific 750018
Yeast tRNA (10 mg/mL) ThermoFishcer sceintific AM7119
SSC x20 Sigma-Aldrich S6639
DAPI ThermoFishcer sceintific D1306
n-Hexane Sigma-Aldrich 296090
superfrost plus glass ThermoFishcer sceintific 12-55-18
Cytokeep II Nippon Shoji Co.
FITC-conjugated Griffonia simplicifolia isolectin B4 Vector laboratories, Inc. L1104
Anti-Mouse CD31 (PECAM-1) PE ebioscience 12-0311
ProLong  Gold ThermoFishcer sceintific P36934
BIOREVO KEYENCE BZ-9000E

References

  1. Philippe, N., et al. Pandoraviruses: amoeba viruses with genomes up to 2.5 Mb reaching that of parasitic eukaryotes. Science. 341 (6143), 281-286 (2013).
  2. Passini, M. A., et al. Intraventricular brain injection of adeno-associated virus type 1 (AAV1) in neonatal mice results in complementary patterns of neuronal transduction to AAV2 and total long-term correction of storage lesions in the brains of beta-glucuronidase-deficient mice. J Virol. 77 (12), 7034-7040 (2003).
  3. Kim, J. Y., et al. Viral transduction of the neonatal brain delivers controllable genetic mosaicism for visualising and manipulating neuronal circuits in vivo. Eur J Neurosci. 37 (8), 1203-1220 (2013).
  4. McLean, J. R., et al. Widespread neuron-specific transgene expression in brain and spinal cord following synapsin promoter-driven AAV9 neonatal intracerebroventricular injection. Neurosci Lett. 576, 73-78 (2014).
  5. Hsu, K. M., Pratt, J. R., Akers, W. J., Achilefu, S. I., Yokoyama, W. M. Murine cytomegalovirus displays selective infection of cells within hours after systemic administration. J Gen Virol. 90. 90 (Pt 1), 33-43 (2009).
  6. Sakao-Suzuki, M., et al. Aberrant fetal macrophage/microglial reactions to cytomegalovirus infection. Annals of Clinical and Translational Neruology. 1 (8), 570-588 (2014).
  7. Gombash Lampe, S. E., Kaspar, B. K., Foust, K. D. Intravenous injections in neonatal mice. J Vis Exp. (93), e52037 (2014).
  8. Kawasaki, H., et al. Cytomegalovirus initiates infection selectively from high-level beta1 integrin-expressing cells in the brain. Am J Pathol. 185 (5), 1304-1323 (2015).
  9. Rahim, A. A., et al. Intravenous administration of AAV2/9 to the fetal and neonatal mouse leads to differential targeting of CNS cell types and extensive transduction of the nervous system. FASEB J. 25 (10), 3505-3518 (2011).
  10. Cannon, M. J., Davis, K. F. Washing our hands of the congenital cytomegalovirus disease epidemic. Bmc Public Health. 5, (2005).
  11. Frenkel, L. D., Keys, M. P., Hefferen, S. J., Rola-Pleszczynski, M., Bellanti, J. A. Unusual eye abnormalities associated with congenital cytomegalovirus infection. Pediatrics. 66 (5), 763-766 (1980).
  12. Becroft, D. M. Prenatal cytomegalovirus infection: epidemiology, pathology and pathogenesis. Perspect Pediatr Pathol. 6, 203-241 (1981).
  13. Conboy, T. J., et al. Intellectual development in school-aged children with asymptomatic congenital cytomegalovirus infection. Pediatrics. 77 (6), 801-806 (1986).
  14. Fowler, K. B., et al. The outcome of congenital cytomegalovirus infection in relation to maternal antibody status. N Engl J Med. 326 (10), 663-667 (1992).
  15. Cannon, M. J. Congenital cytomegalovirus (CMV) epidemiology and awareness. J Clin Virol. 46 Suppl 4, S6-S10 (2009).
  16. Grassi, M. P., et al. Microglial nodular encephalitis and ventriculoencephalitis due to cytomegalovirus infection in patients with AIDS: two distinct clinical patterns. Clin Infect Dis. 27 (3), 504-508 (1998).
  17. Kawasaki, H., Mocarski, E. S., Kosugi, I., Tsutsui, Y. Cyclosporine inhibits mouse cytomegalovirus infection via a cyclophilin-dependent pathway specifically in neural stem/progenitor cells. J Virol. 81 (17), 9013-9023 (2007).
  18. Britt, W. J. Human cytomegalovirus: propagation, quantification, and storage. Curr Protoc Microbiol. Chapter 14, Unit 14E 13 (2010).
  19. Kawasaki, H., Kosugi, I., Arai, Y., Iwashita, T., Tsutsui, Y. Mouse embryonic stem cells inhibit murine cytomegalovirus infection through a multi-step process. PLoS One. 6 (3), e17492 (2011).
  20. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. (65), (2012).
  21. Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. Cutting sections of paraffin-embedded tissues. CSH Protoc. , (2008).
  22. Chi, V., Chandy, K. G. Immunohistochemistry: paraffin sections using the Vectastain ABC kit from vector labs. J Vis Exp. (8), e308 (2007).
  23. Wilsbacher, L. D., Coughlin, S. R. Analysis of cardiomyocyte development using immunofluorescence in embryonic mouse heart. J Vis Exp. (97), (2015).
  24. Ohshima, M., et al. Intraperitoneal and intravenous deliveries are not comparable in terms of drug efficacy and cell distribution in neonatal mice with hypoxia-ischemia. Brain Dev. 37 (4), 376-386 (2015).
  25. Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction. J Vis Exp. (91), e51863 (2014).
  26. Glascock, J. J., et al. Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice. J Vis Exp. (56), (2011).
check_url/54164?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Kawasaki, H., Kosugi, I., Sakao-Suzuki, M., Meguro, S., Tsutsui, Y., Iwashita, T. Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain. J. Vis. Exp. (113), e54164, doi:10.3791/54164 (2016).

View Video