Summary

Formulando e caracterizando um sistema portador de dopamina baseado em exossomo

Published: April 04, 2022
doi:

Summary

Nosso objetivo foi obter uma formulação por carga de dopamina dos exossomos isolados de células-tronco da geleia mesenquimal de Wharton. O isolamento e caracterização dos exossomos, a carga do fármaco nos exossomos resultantes e a atividade citotóxica da formulação desenvolvida são descritos neste protocolo.

Abstract

Exossomos entre 40 e 200 nm de tamanho constituem o menor subgrupo de vesículas extracelulares. Essas vesículas bioativas secretadas pelas células desempenham um papel ativo na carga intercelular e na comunicação. Os exossomos são encontrados principalmente em fluidos corporais como plasma, líquido cefalorraquidiano, urina, saliva, líquido amniótico, colostro, leite materno, líquido articular, sêmen e ácido pleural. Considerando o tamanho dos exossomos, acredita-se que eles possam desempenhar um papel importante em doenças do sistema nervoso central, pois podem atravessar a barreira hematoencefálica (BHE). Assim, este estudo teve como objetivo desenvolver um sistema nanocarreador baseado em exossomos por meio do encapsulamento de dopamina em exossomos isolados de células-tronco mesenquimais gelatinosas de Wharton (CTMs-WJ). Os exossomos que passaram pelo processo de caracterização foram incubados com dopamina. Os exossomos carregados de dopamina foram recaracterizados ao final da incubação. Exossomos com dopamina foram investigados em ensaios de liberação de fármacos e citotoxicidade. Os resultados mostraram que a dopamina pode ser encapsulada com sucesso dentro dos exossomos e que os exossomos carregados de dopamina não afetaram a viabilidade dos fibroblastos.

Introduction

Os exossomos, vesículas bioativas com características significativas, variam em tamanho de 40 nm a 200 nm. Os exossomos originam-se da membrana celular e são formados devido à liberação dos endossomos1. Essas estruturas servem como comunicadores célula a célula e interagem com células vizinhas para facilitar a transferência de moléculas ativas. Os exossomos podem ser isolados de muitas fontes diferentes. Estes incluem fluidos corporais como plasma, urina, líquido cefalorraquidiano, saliva, bem como linhagens celulares cultivadas em condições in vitro . Os exossomos têm papel importante na eliminação de lesões nervosas, graças às biomacromoléculas que contêm, como lipídios, proteínas e ácidos nucléicos2. A glia, que são as células de suporte do sistema nervoso3, transfere proteínas e micro RNAs para os axônios dos neurônios via exossomos4.

Os lipídios que formam a bainha de mielina, característicos da condução nervosa, também são liberados dos oligodendrócitos via exossomos 4,5. Os exossomos também estão envolvidos em processos como plasticidade sináptica, resposta neuronal ao estresse, comunicação célula-célula e neurogênese no cérebro 6,7. O fato de os exossomos possuírem nanodimensões permite que eles passem pelo BBB. Existe uma rota especial de transição do líquido intersticial para o líquido cefalorraquidiano após a penetração dessa membrana8. Graças às suas propriedades de superfície, os exossomos podem interagir eficientemente com as células-alvo como um sistema de liberação de drogas e entregar ativamente os medicamentos carregados.

Devido à expressão de várias proteínas adesivas (tetraspaninas e integrinas) na superfície dos exossomos, essas vesículas extracelulares podem facilmente interagir e fundir-se com as membranas celulares dohospedeiro9. Acredita-se que os exossomos podem ser usados como um sistema de liberação de drogas, especialmente no tratamento de doenças do sistema nervoso central, devido à sua capacidade de penetrar na BHE e suas propriedades de superfície. Exossomos derivados de células-tronco mesenquimais (CTM) apresentam menor risco de rejeição imunológica quando comparados às terapias celulares alogênicas e, nesse aspecto, podem ser um componente importante de aplicações de tratamento livre de células10.

A dopamina é uma molécula cuja deficiência no cérebro é a característica da doença de Parkinson (DP), agravando-se a cada dia11,12,13. Sabe-se que a DP está associada à degeneração de neurônios dopaminérgicos na substância negra do mesencéfalo e à perda das funções dos neurônios motores14,15. A morte dos neurônios dopaminérgicos impede o fornecimento do neurotransmissor dopamina para o estriado cerebral. Isso, por sua vez, resulta no surgimento de sintomas específicos da DP16. Esses sintomas da DP são bradicinesia, instabilidade postural, rigidez e, principalmente, tremor de repouso12,13. Embora a DP tenha sido descrita pela primeira vez há mais de dois séculos, estudos para entender a patologia e a etiologia da doença ainda estão em andamento e atualmente é aceito que a DP é uma doença sistêmicacomplexa17. Prevê-se que ocorra deficiência de dopamina, e sintomas clínicos de DP são observados quando mais de 80% dos neurônios degeneram18. No tratamento da doença, a suplementação incompleta de dopamina é preferida para reduzir os sintomas motores. Estudos in vivo demonstraram que a infusão direta de dopamina no cérebro reduz significativamente os sintomas em animais19. Precursores de dopamina como a L-DOPA (L-3,4-dihidroxifenilalanina) e drogas receptoras de dopamina são usados na clínica porque a infusão direta de dopamina no cérebro não é possível em humanos e a dopamina que entra no sistema não pode atravessar a BHE20. Esses tipos de medicamentos perdem sua eficácia com o tempo. No entanto, ainda não existe uma abordagem terapêutica curativa para a DP. Assim, há uma enorme necessidade de desenvolver novas estratégias terapêuticas e modalidades de tratamento para revelar a fisiopatologia da doença e reduzir o impacto da DP nos pacientes.

Estudos baseados em exossomos têm recentemente atraído atenção por reunir informações sobre abordagens terapêuticas e patologias de doenças do sistema nervoso. Exossomos derivados de CTM demonstraram reduzir a inflamação no dano ao nervo e contribuir para a regeneração neuronal21,22,23. Além disso, tem sido relatado que os secretomas do exossomo derivados das CTM reduzem a apoptose por apresentarem efeitos neurotróficos e neuroprotetores, especialmente sobre os neurônios dopaminérgicos24,25. A pesquisa em plataformas nas quais exossomos são usados como sistemas terapêuticos de liberação de fármacos tem acelerado intensamente nos últimos anos. Em numerosos estudos, observou-se que drogas relevantes podem ser facilmente encapsuladas em exossomos e entregues com segurança em células-alvo, tecidos e órgãos26,27. Diferentes métodos como incubação, ciclos de congelamento/descongelamento, sonicação e extrusão podem ser utilizados para o carregamento de fármacos em exossomos28.

A coincubação com exossomos ou vesículas semelhantes a exossomos permite que pequenas moléculas lipofílicas sejam passivamente encapsuladas nesses sistemas de liberação28,29,30. Em particular, várias moléculas como curcumina 31, catalase 30, doxorrubicina32, e paclitaxel33 foram efetivamente carregadas em exossomos. Observou-se que os exossomos contendo catalase, que possuem atividade antioxidante, acumularam-se eficientemente nos neurônios e células da microglia no cérebro e exibiram forte atividade neuroprotetora30. No mesmo estudo, a saponina, adicionada ao complexo para aumentar a eficiência de carga, aumentou a porcentagem de carga do fármaco durante a incubação30,34. No entanto, mais estudos são necessários para estabelecer os padrões para a carga de drogas em exossomos.

Este trabalho descreve o desenvolvimento de um sistema nanocarreador por encapsulamento de dopamina em exossomos isolados de CTMs-WJ. Todas as etapas, incluindo o cultivo de CTMs-WJ, isolamento e caracterização de exossomos, experimentos de carregamento de drogas, caracterização de exossomos carregados de dopamina com várias técnicas e análise de citotoxicidade in vitro são explicadas em detalhes.

Protocol

NOTA: Consulte a Tabela de Materiais para obter detalhes relacionados a todos os materiais e equipamentos utilizados neste protocolo. 1. Cultura e criopreservação de células-tronco mesenquimais gelatinosas de Wharton Remova os WJ-MSCs (do ATCC) do congelador de -80 °C. Semeando as células em um frasco contendo meio DMEM-F12 suplementado com 10% de soro fetal bovino (SFB). Incubá-los a 37 °C numa incubadora contendo 5% de CO2. …

Representative Results

Isolamento e caracterização de exossomosAs células-tronco da geleia de Wharton são cultivadas e incubadas em meio livre de soro por 48 h quando a cultura atinge densidade suficiente. Após o término da incubação, o sobrenadante é armazenado a -20 °C. Os sobrenadantes coletados são diluídos em PBS e submetidos à ultracentrifugação (Figura 1). A solução obtida é analisada por NTA e DLS. Os exossomos são esterilizados passando por um filtro de 0,22 μm. O…

Discussion

Exossomos são pequenas vesículas de membrana com dimensões de 40-200 nm secretadas pela maioria dos tipos celulares, por exemplo, CTMs1. Capazes de permitir a comunicação entre as células, os exossomos podem entrar nas células de diferentes maneiras, como endocitose, fagocitose, micropinocitose, internalização mediada por lipídios e fusão33,44. Comparados a outros sistemas nanocarreadores, os lipídios e o colesterol encontrados…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

O trabalho foi apoiado principalmente por financiamento de pesquisa fornecido por Yıldız Technical University Scientific Research Projects (TSA-2021-4713).

Materials

0.22 µm membrane filter Aisimo Used for the sterilization process
0.45 µm syringe filter Aisimo Used for the sterilization process
15 mL Falcon tube Nest Used in cell culture step
25 cm2 cell culture flasks (Falcon, TPP tissue culture flasks Nest Used in cell culture step
50 mL Falcon tube Nest Used in cell culture step
75 cm2 cell culture flasks (Falcon, TPP tissue culture flasks Nest Used in cell culture step
96 well plates (Falcon, TPP microplates) Merck Millipore Used in cell culture step
Acetonitrile Sigma 271004-1L Used for HPLC analysis
Autoclave NUVE-OT 90L Used for the sterilization process
Cell Culture Cabin Hera Safe KS Used for the cell culture process
Centrifugal Hitachi CF16RN Used in the exosome isolation step
CO2 incubator with Safe Cell UV Panasonic Used for the cell culture process
Dopamine hydrochloride H8502-10G Sigma H8502-10G Used in exosome dopamine loading
Dulbecco's Modified Eagle's Medium/Nutrient Mixture-F12 Sigma RNBJ7249 Used as cell culture medium
Fetal Bovine Serum-FBS Capricorn FBS-16A It was used by adding to the cell culture medium.
Freezer -80 °C Panasonic MDF-U5386S-PE To store cells and the resulting exosomes
Fridge Panasonic MPR-215-PE Used to store cell culture and other materials
High performance liquid chromatography-HPLC Agilent Technologies The presence of dopamine from the content of the obtained formulation was investigated.
Microscope- Primovert Zeiss Used to observe cells in cell culture.
MTT Assay Biomatik Used to measure cell viability
NanoSight NS300 Malvern panalytical Malvern panalytical Used for exosome characterization
Optima XPN-100 Ultracentrifuge Beckman Coulter Used in the exosome isolation step
PBS tablet Biomatik 43602 In the preparation of the PBS solution
Penicilin/Streptomycin Solution Capricorn PB-S It was added to the medium to prevent contamination in cell culture.
Pipette Aid Isolab
Precision balance-Kern Kern-ABJ220-4NM Used in the preparation of solutions
Q500 Sonicator Qsonica, LLC Used to digest exosomes in HPLC analysis
Saponin Sigma 47036-50G-F It was used by adding it to the total solution in the exosome dopamine loading process.
Spectrostar-Nano-Spectrophotometry BMG LABTECH Used for MTT and drug release analyzes
SPSS 22 statistical package program
Vorteks-FinePCR FinePCR-FineVortex Used to mix solutions homogeneously
Water Bath 37 °C-Senova Senova Used in cell culture step
Wharton’s jelly mesenchymal stem cells ATCC
ZetaSizer Malvern Nano ZS Malvern Nano ZS Used for exosome characterization

Referências

  1. Ingato, D., Lee, J. U., Sim, S. L., Kwon, Y. L. Good things come in small packages: Overcoming challenges to harness extracellular vesicles for therapeutic delivery. Journal of Controlled Release. 241, 174-185 (2016).
  2. Riazifar, M., et al. Stem cell-derived exosomes as nanotherapeutics for autoimmune and neurodegenerative disorders. ACS Nano. 13 (6), 6670-6688 (2019).
  3. Ursavaş, S., Darıci, H., Karaoz, E. Olfactory ensheathing cells: Unique glial cells promising for treatments of spinal cord injury. Journal of Neuroscience Research. 99 (6), 1579-1597 (2021).
  4. Skog, J., et al. Glioblastoma microvesicles transport RNA and proteins that promote tumour growth and provide diagnostic biomarkers. Nature Cell Biology. 10 (12), 1470-1476 (2008).
  5. Fruhbeis, C., Frohlich, D., Kramer-Albers, E. M. Emerging roles of exosomes in neuron-glia communication. Frontiers in Physiology. 3 (119), 1-7 (2012).
  6. Qing, L., Chen, H., Tang, J., Jia, X. Exosomes and their microRNA cargo: new players in peripheral nerve regeneration. Neurorehabil Neural Repair. 32 (9), 765-776 (2018).
  7. Saeedi, S., Israel, S., Nag, C., Turecki, G. The emerging role of exosomes in mental disorders. Translational Psychiatry. 9 (1), 122 (2019).
  8. Jan, A. T., et al. Perspective insights of exosomes in neurodegenerative diseases: A critical appraisal. Frontiers in Aging Neuroscience. 9, 317 (2017).
  9. Montecalvo, A., et al. Mechanism of transfer of functional microRNAs between mouse dendritic cells via exosomes. Blood. 119 (3), 756-766 (2012).
  10. Yu, B., Zhang, X., Li, X. Exosomes derived from mesenchymal stem cells. International Journal of Molecular Sciences. 15 (3), 4142-4157 (2014).
  11. Pahuja, R., et al. Trans-blood brain barrier delivery of dopamine-loaded nanoparticles reverses functional deficits in Parkinsonian rats. ACS Nano. 9 (5), 4850-4871 (2015).
  12. Rao, S. S., Hofmann, L. A., Shakil, A. Parkinson’s disease: Diagnosis and treatment. American Family Physician. 15 (74), 2046-2054 (2006).
  13. Teves, J. M. Y., et al. Parkinson’s disease skin fibroblasts display signature alterations in growth, redox homeostasis, mitochondrial function, and autophagy. Frontiers Neuroscience. 11, 737 (2017).
  14. Kalia, L. V., Lang, A. E. Parkinson disease in 2015: Evolving basic, pathological and clinical concepts in PD. Nature Reviews Neurology. 12 (2), 65-66 (2016).
  15. Poewe, W., et al. Parkinson disease. Nature Reviews Disease Primers. 3, 17013 (2017).
  16. Carlsson, T., Björklund, T. Restoration of the striatal dopamine synthesis for Parkinson’s disease: Viral vector-mediated enzyme replacement strategy. Current Gene Therapy. 7 (2), 109-120 (2007).
  17. Simon, D. K., Tanner, C. M., Brundin, P. Parkinson disease epidemiology, pathology, genetics, and pathophysiology. Clinics in Geriatric Medicine. 36 (1), 1-12 (2020).
  18. Salat, D., Tolosa, E. Levodopa in the treatment of Parkinson’s disease: Current status and new developments. Journal of Parkinson’s Disease. 3 (3), 255-269 (2013).
  19. Senthilkumar, K. S., et al. Unilateral implantation of dopamine-loaded biodegradable hydrogel in the striatum attenuates motor abnormalities in the 6-Hydroxydopamine model of Hemi-Parkinsonism. Behavioral Brain Research. 184 (1), 11-18 (2007).
  20. Krishna, R., Ali, M., Moustafa, A. A. Effects of combined MAO-B inhibitors and levodopa vs. monotherapy in Parkinson’s disease. Frontiers Aging Neuroscience. 6, 180 (2014).
  21. Armstrong, M. J., Okun, M. S. Diagnosis and treatment of Parkinson disease: A review. JAMA. 323 (6), 548-560 (2020).
  22. Rivero Vaccari, J. P. Exosome-mediated inflammasome signaling after central nervous system injury. Journal of Neurochemistry. 136, 39-48 (2016).
  23. Han, D., Wu, C., Xiong, Q., Zhou, L., Tian, Y. Anti-inflammatory mechanism of bone marrow mesenchymal stem cell transplantation in rat model of spinal cord injury. Cell Biochemistry and Biophysics. 71 (3), 1341-1347 (2015).
  24. Vilaça-Faria, H., Salgado, A. J., Teixeira, F. G. Mesenchymal stem cells-derived exosomes: A new possible therapeutic strategy for Parkinson’s disease?. Cells. 8 (2), 118-135 (2019).
  25. Mendes-Pinheiro, B., et al. marrow mesenchymal stem cells secretome exerts neuroprotective effects in a Parkinson’s disease rat model. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 294 (2019).
  26. Kalani, A., Kamat, P. K., Chaturvedi, P., Tyagi, S. C., Tyagi, N. Curcumin-primed exosomes mitigate endothelial cell dysfunction during hyperhomocysteinemia. Life Sciences. 107 (1-2), 1-7 (2014).
  27. Kalani, A., Tyagi, A., Tyagi, N. Exosomes: Mediators of neurodegeneration, neuroprotection, and therapeutics. Molecular Neurobiology. 49 (1), 590-600 (2014).
  28. Jamur, M. C., Oliver, C. Permeabilization of cell membranes. Methods in Molecular Biology. 588, 63-66 (2010).
  29. Rani, S., Ryan, A. E., Griffin, M. D., Ritter, T. Mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles: Toward cell-free therapeutic applications. Molecular Therapy. 23 (5), 812-823 (2015).
  30. Haney, M. J., et al. Exosomes as drug delivery vehicles for Parkinson’s disease therapy. Journal of Controlled Release. 207, 18-30 (2015).
  31. Sun, D., et al. A novel nanoparticle drug delivery system: The anti-inflammatory activity of curcumin is enhanced when encapsulated in exosomes. Molecular Therapy. 18 (9), 1606-1614 (2010).
  32. Tian, Y., et al. A doxorubicin delivery platform using engineered natural membrane vesicle exosomes for targeted tumor therapy. Biomaterials. 35 (7), 2383-2390 (2014).
  33. Yang, T., et al. Exosome delivered anticancer drugs across the blood-brain barrier for brain cancer therapy in danio rerio. Pharmaceutical Research. 32 (6), 2003-2014 (2015).
  34. Chen, H. X., et al. Exosomes derived from mesenchymal stem cells repair a Parkinson’s disease model by inducing autophagy. Cell Death Disease. 11 (4), 288 (2020).
  35. Yu, F., et al. Olfactory ensheathing cells seeded decellularized scaffold promotes axonal regeneration in spinal cord injury rats. Journal of Biomedical Materials Research. 109 (5), 779-787 (2020).
  36. Coughlan, C., et al. Exosome isolation by ultracentrifugation and precipitation and techniques for downstream analyses. Current Protocols in Cell Biology. 88 (1), 110 (2020).
  37. Qu, M., et al. Dopamine-loaded blood exosomes targeted to brain for better treatment of Parkinson’s disease. Journal of Controlled Release. 287, 156-166 (2018).
  38. Kim, M. S., et al. Development of exosome-encapsulated paclitaxel to overcome MDR In cancer cells. Nanomedicine: Nanotechnology, Biology, and Medicine. 12 (3), 655-664 (2016).
  39. Branquinho, R. T., et al. HPLC-DAD and UV-spectrophotometry for the determination of lychnopholide in nanocapsule dosage form: Validation and application to release kinetic study. Journal of Chromatographic Science. 52 (1), 19-26 (2014).
  40. Karagöz Kutlutürk, I., et al. Producing aflibercept loaded poly (lactic-co-glycolic acid) [PLGA] nanoparticles as a new ocular drug delivery system and its challenges. Fresenius Environmental Bulletin. 30 (2), 1481-1493 (2021).
  41. Setiawatie, E. M., et al. Viability of nigella sativa toothpaste with SLS compared non-SLS on fibroblast cell culture. Journal of International Dental and Medical Research. 14 (2), 525-528 (2021).
  42. Jebelli, A., Khalaj-Kondori, M., Rahmati-Yamchi, M. The effect of beta-boswellic acid on the expression of Camk4 and Camk2α genes in the PC12 cell line. Advanced Pharmaceutical Bulletin. 10 (3), 437-443 (2020).
  43. Cantelmo, R. A., Santos, N. A., Santos, A. C., Regiane, S., Joca, L. Dual effects of S-Adenosyl-Methionine on Pc12 cells exposed to the dopaminergic neurotoxin MPP. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 72 (10), 1427-1435 (2020).
  44. Mulcahy, L. A., Pink, R. C., Carter, D. R. Routes and mechanisms of extracellular vesicle uptake. Journal of Extracell Vesicles. 3, (2014).
  45. Kooijmans, S. A., Vader, P., van Dommelen, S. M., van Solinge, W. W., Schiffelers, R. M. Exosome mimetics: A novel class of drug delivery systems. International Journal of Nanomedicine. 7 (1), 1525-1541 (2012).
  46. Yuan, Z., Kolluri, K. K., Gowers, K. H., Janes, S. M. Trail delivery by MSC-derived extracellular vesicles is an effective anticancer therapy. Journal Extracell Vesicles. 6 (1), 1265291 (2017).
  47. Darici, H., Sun, E., Koyuncu-Irmak, D., Karaöz, E., Khan, M. Mesenchymal stem cells for the treatment of COVID-19: Why and when they should be used? in Human Mesenchymal Stem Cells. Journal of Stem Cells. 4 (15), 159-181 (2021).
  48. Koyuncu-Irmak, D., Darici, H., Karaoz, E. Stem cell-based therapy option in COVID-19: Is it promising?. Aging and Disease. 11 (5), 1174-1191 (2020).
  49. Leblanc, P., et al. Isolation of exosomes and microvesicles from cell culture systems to study prion transmission. Exosomes Microvesicles. 1545, 153-176 (2017).
  50. Fuhrmann, G., Serio, A., Mazo, M., Nair, R., Stevens, M. M. Active loading into extracellular vesicles significantly improves the cellular uptake and photodynamic effect Of porphyrins. Journal of Control Release. 205, 35-44 (2015).
  51. Mehryab, F., et al. Exosomes as a next-generation drug delivery system: An update on drug loading approaches, characterization, and clinical application challenges. Acta Biomaterialia. 113, 42-62 (2020).
  52. Zhang, Y., et al. Exosome: A review of its classification, isolation techniques, storage, diagnostic and targeted therapy applications. International Journal of Nanomedicine. 15, 6917-6934 (2020).

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Citar este artigo
Yavuz, B., Darici, H., Zorba Yildiz, A. P., Abamor, E. Ş., Topuzoğullari, M., Bağirova, M., Allahverdiyev, A., Karaoz, E. Formulating and Characterizing an Exosome-based Dopamine Carrier System. J. Vis. Exp. (182), e63624, doi:10.3791/63624 (2022).

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