Summary

ポルシン卵母細胞カプセル化のためのタンパク質分解アルギン酸ヒドロゲルおよび疎水性マイクロバイオリアクター

Published: July 30, 2020
doi:

Summary

ここでは、3D培養条件でのブタ卵母細胞のカプセル化のための2つのプロトコルを示します。第1に、cumulus-oocyte複合体(COC)はフィブリンアルギン酸ビーズにカプセル化される。第2に、フッ素化エチレンプロピレン粉末粒子(マイクロバイオリアクター)で封入される。両システムは、3D組織を維持するために最適な条件を保証します。

Abstract

生殖生物学では、人工授精と胚移植技術から始まったバイオテクノロジー革命は、卵母細胞体中体育(IVM)、体外受精(IVF)、体細胞からの核移動による家畜のクローニングなどの補助生殖技術の開発につながった。IVMは特に重要な方法です。商業的に重要な種や絶滅危惧種の生成間隔の短縮、ヒトの生体内再生に関する研究、細胞療法用トランスジェニック動物の生産など、用途向けの成熟した良質の卵母細胞を供給するプラットフォーム技術です。卵母細胞の品質という用語は、成熟を完了する能力を含み、受精させ、それによって健康な子孫を生じる。これは、IVF手順を含む受精を成功させるためには、良質の卵母細胞が最も重要であることを意味する。これは、ヒトの卵母細胞だけでなく、他の大型哺乳類種の成長を支える信頼性の高い培養方法を開発するのに多くの困難をもたらす。IVMの最初のステップは、卵母細胞のインビトロ培養です。この研究は、ブタ卵母細胞の3D培養のための2つのプロトコルを記述する。第1に、3Dモデルの積雲卵母細胞複合体(COC)は、フィブリンとアルギン酸の混合物を同時にゲル化するフィブリン-アルギン酸ビーズ補間ネットワークにカプセル化される。第2の1では、COCは培地の滴下に懸濁され、フッ素化エチレンプロピレン(FEP;ヘキサフルオロプロピレンとテトラフルオロエチレンの共重合体)粉末粒子を封入し、液体大理石(LM)と定義されるマイクロバイオリアクターを形成する。両3Dシステムは、気体インビトロ培養環境を維持します。また、平坦化とギャップ接合の崩壊を防止することでCOCs3D組織を維持し、卵母細胞と周囲の卵胞細胞との機能的関係を維持します。

Introduction

三次元(3D)を含む様々な培養システムの開発は、発達の初期段階であっても卵胞から分離された卵子の成長と成熟のための最適な条件を提供することを目的としています。これは、特に癌治療後に不妊症に苦しんでいる女性の増加を考慮して、生殖補助技術(ART)にとって非常に重要である1。インビトロ条件下での卵母細胞の成熟(IVM)は、家畜再生を目的として主にインビトロ胚生成に主に使用される確立された技術である2。しかし、ほとんどの哺乳類種では、cumulus-oocyte複合体(COC)の成熟率が高くても(範囲は60〜90%)3であり、その発達3能力は依然としてニーズに不十分である。これは、このような方法で得られた接合体の発達が、胚盤胞期までも低く、代理動物への移管後に、その生存率が期間に低下するためである。その結果、IVM手順4を行った卵母細胞から得られる胚の発達能力を高める必要がある。したがって、新しい成熟培地5が考案され、インビトロ培養の様々な期間が、種々の成長因子および分子8、9を有する培養培地の補充と共に86、7に9試験される。67

完全なIVMシステムの最初のステップは、インビトロ培養中に卵母細胞の持続可能な成長のための最適な条件を作成することです。卵母細胞の成長は、卵母細胞が重症10,11,11を再開する能力の特定の指標の1つである。さらに、適切な卵母細胞の体液培養系は、その核成熟および細胞質分化12を支持することができる必要がある。積雲卵母細胞複合体の形態は、ヒトおよび家畜12、13,13における体外受精(IVF)処置の後続のステップのための最良の卵母細胞を選択するためにARTクリニックで使用されるもう一つの重要な指標である。考慮されるCOCsの形態学的特徴の中には、卵母細胞径、その細胞質顆粒化および第1極体の完全性14、15,15がある。また、卵母細胞の発達ポテンシャルは、cumulus細胞の外観と圧縮と、卵母細胞を取り囲むそれらの層の数と相関している。適切な卵母細胞のインビトロ培養システムにとって非常に重要なのは、卵母細胞-cumulus細胞の適切な相互作用および細胞骨格安定性16、17、18、1917,18,19の維持である。16これまでのところ、ヒトCOC内のインビトロ卵母細胞の成長は20.牛のCOCの使用はまた、出生をもたらした。これらは、未熟な卵巣卵胞から単離され、その後、卵母細胞がIVF手順21を受けるのに十分な大きさになるまで14日間培養した。同様に、ヒヒのアンタル卵胞から分離されたCOCは、インビトロ培養後にIVMを行い、正常に現れる紡錘構造22を有する転移II段階に微細化を生じることができる卵母細胞を得た。しかし、この研究では、著者はそれらを受精しようとしませんでした。それにもかかわらず、このような結果は、これらの特定の哺乳類種だけでなく、正常なIVF技術に適した良質の卵母細胞を得ることを可能にする必要がある卵胞から得られるヒト積雲卵母細胞複合体にも同様の手順を適用できることを示している。

上記の結果は、卵母細胞を2次元(2D)系で培養した従来のIVMプロトコルの適用で得られた。2D培養システムにおけるルーチン手順は、卵母細胞をカバーし、適切な培養培地の一滴に浸漬し、鉱物油23、24,24を用いた。インビトロ卵母細胞培養中のオイルオーバーレイは液体の蒸発を防ぐ役割を果たし、培養中の適切なpHおよび浸透圧の維持を保証するものと仮定されます。このような2D培養システムは、成熟豚卵母細胞25の87%までも得ることができるが、ミネラルオイルオーバーレイが適切な卵母細胞の開発26に必要な脂質溶性物質の実質的な拡散を引き起こすことが証明されている。さらに、卵母細胞培養中にステロイド(プロゲステロンおよびエストロゲン)が鉱油に拡散するため、核成熟の遅れ及び豚卵母細胞の発達能力の低下が観察された。これは、少数のザイゴテを得ることをもたらし、さらに、胚盤胞の段階への発達能力が低く、レシピエント動物27に移された後の生存率が低いことを特徴とする。そこで、IVM処置後に受け取った卵母細胞に由来する胚の発達能力を高める試みがなされており、特に3次元(3D)系を用いて、Cと共に培養した卵母細胞の細胞質および核成熟度の両方を達成するための最適な条件を作り出す。さまざまな革新的な3Dインビトロ培養システムは、過去20年間で開発されました28,,29.これらは、細胞の自然な空間的組織を維持し、伝統的な2D培養では達成できない培養料理の平坦化を避けるために設計されました。培養されたCOCsの構造的および機能的活動は、それらの適切なアーキテクチャの維持と、様々な区画30間のギャップ接合を介した妨げのない通信によって保証することができる。積雲-卵母細胞複合体の3Dインビトロ培養に対するバイオスキャフォールドの適合性は、細胞外マトリックス(ECM;コラーゲンおよびヒアルロン酸)31または不活性ポリマー(アルギン酸)31の様々な成分などの天然生体材料を用いて評価されている。いくつかの種でテストされたこれらの試みは、卵母細胞の明治と完全な能力の達成の面で有望な結果をもたらしました33,,34,,35.しかし、これまで、豚を含む大型家畜から分離されたCOCs成熟に適した3Dシステムは開発されていない。

この研究は、ブタCOCの3D培養に使用できる2つのプロトコルを説明しています。第1のプロトコルは、フィブリンアルギン酸ビーズ(FAB)におけるカプセル化について説明する。FABは、同期ゲル化プロセスを経たアルギン酸溶液とフィブリン溶液を同時に混合することによって形成することができる。この組み合わせは、両方のコンポーネントがマトリックスの剛性に寄与するため、動的な機械的環境を提供します。同様の溶液は、マウス卵巣卵胞培養および成熟36のために以前に使用されてきた。提示されたプロトコルの場合、アルギン酸フィブリンネットワークの早期劣化を避けるために、適切に高濃度の塩化カルシウム溶液が使用され、迅速かつ安定したゲル化プロセスを確保する。動的な機械環境は、COCが存在し、サイズが増加する自然な卵胞内環境で、これらと同様の条件を作成します。さらに、この研究は、これらが培地の滴下に懸濁され、フッ素化エチレンプロピレン(FEP;ヘキサフルオロプロピレンとテトラフルオロエチレンの共重合体)粉末粒子で封入されたCOC3D培養システムの代表的な結果を示し、マイクロバイオリアクター(液体マーブル、LM)を形成する。LMは、以前に支持することが示された3Dバイオリアクターの形態であり、とりわけ、生きている微生物37、腫瘍スフェロイド38 および胚性幹細胞39の増殖。また、羊の卵母細胞培養40にも使用されています。LMsを用いたほとんどの実験では、ポリテトラフルオロエチレン(PTFE)粉末ベッドを1μm41の粒子サイズで作製したバイオリアクターを作製した。提示されたプロトコルは、フルオロポリマーPTFEと組成および特性において非常に類似しているFEPを使用する。しかし、FEPはPTFEよりも簡単に形成でき、柔らかく、特に重要なのは、非常に透明です。

両3Dシステムは、気体インビトロ培養環境を維持します。また、卵母細胞と周囲の濾胞細胞との機能的関係を維持しながら、平坦化とギャップ接合の崩壊を防ぐことでCOC 3D組織を維持します。

Protocol

以下の手続きは、ジャギエロン大学動物生物学・生物医学研究所の動物福祉委員会によって承認されました。 1. ブタクムルス-卵母細胞複合体の分離 卵巣卵胞の分離のための材料を収集するために、地元の食肉処理場で、産前の歯石(約6〜7ヶ月、体重70〜80kg)からのブタ卵巣を切除する。各実験でCOCを分離するために10匹の動物から約20匹の豚の卵巣を選択してくだ…

Representative Results

両方のIVMシステムを使用するCOCでは、グラヌローサ細胞が互いに密着し、回収されたCOCのほとんどは積雲細胞の無傷の層を有していた(図1A,B)。さらに、cumulus細胞のかなりの割合を保持した。 COCsの生存率分析から得られた結果から、両システムが3Dインビトロ条件でブタ卵母細胞のカプセル化に適用され、最適な成長条件を保証するこ?…

Discussion

卵母細胞だけでなく、それを取り巻くcumulus細胞の成長を維持し、同時にその成熟を支える能力は、生殖技術の成功と、特にヒトや豚などの長引く濾胞性成長を受けている種における体細胞/卵母細胞相互作用の理解を促進するために非常に不可欠である。継続的に改善されたIVM技術は、多嚢胞性卵巣症候群(PCOS)、早期卵巣不全、または決定的な不妊症(腫瘍療法)の場合に生殖オプションを維持…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

著者らは、TEMの技術施設に関して、ワクロー・ツーィドロ博士(ジャギエロニア大学動物学・生物医学研究所発生生物学・無脊椎動物形態学科)に非常に感謝しています。ベアタ・スナコフスカ氏(ジャギエロン大学動物学生物医学研究所内分泌学科)に技術支援を依頼する。ジャギヨニアン大学動物生物学・生物医学研究所細胞生物学・イメージング学科(日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本日本)にJEOL JEM 2100HTこの研究は、ポーランド国立科学センターからの助成金2018/29/N/NZ9/00983によって支えられた。

Materials

General
Antibiotic Antimycotic (100x) 100ml Thermo Fisher 15240062 2.5% final concentration for Handling Medium. 1% in PBS (step 1.2)
DMEM/F12 (500ml) Sigma-Aldrich D8062 Handling and Maturation Medium
DPBS (w/o Ca, Mg), 1x, 500ml Thermo Fisher 14190144
FCS (100 ml) Thermo Fisher 16140063 10% final concentration for both Handling Medium and Maturation Medium. (steps: 1.5. 2.6.)
PBS (1x, pH 7.4) 500ml Thermo Fisher 10010023
TBS Stock Solution (10x, pH 7.4) 500 ml Cayman Chemicals 600232 1x final concentration. Other brand can be use
Maturation Medium
hCG (1 VIAL of 10 000 U) Sigma-Aldrich CG10
PMSG BioVendor RP1782721000
Fibrin-alginate beads
Alginate Lyase Sigma-Aldrich A1603 (Step 2.11.1)
Thrombin Sigma-Aldrich T9326-150UN (Step 2.1)
Calcium Chloride Sigma-Aldrich C5670 (Step 2.1)
Fibrinogen (250mg) Sigma-Aldrich F3879 (Step 2.2)
Sodium Alginate Sigma-Aldrich W201502 (Step 2.3) use for alginate solution
Liquid Marble
FEP Dyneon GmbH 3M AdMD A-66670
Morphological examination
LIVE/DEAD Viability/Cytotoxicity Kit, for mammalian cells Thermo Fisher L3224 (Step 4.1.) Emitted fluorescence: 494 nm for calcein, 528 nm for EthD-1; measure: 517 nm for calcein, 617 nm – EthD-1
VECTASHIELD Antifade Mounting Medium Vector Laboratories H-1000 mounting medium
Ultrastructure examination
Glutaraldehyde solution Sigma-Aldrich G5882 2.5% final concentraion (Step 4.2.1.)
LR White resin Sigma-Aldrich L9774 (Step 4.2.4.)
Methylene blue Sigma-Aldrich M9140 (Step 4.2.5.)
Osmium Tetroxide Sigma-Aldrich O5500 (Step 4.2.3.)
Sodium cacodylate trihydrate Sigma-Aldrich C0250 Use for preparing 0.1M sodium cacodylate buffer (pH 7.2)
Uranyl Acetate POCH 868540111 (Step 4.2.4.)
Specific instruments, tools
30 mm Pteri dish TPP 93040
60 mm IVF Petri dish Falcon 353653
Ez-Grid Premium Cell Handling Pipettor RI Life Sciences 8-72-288
Ez-Tip RI Life Sciences 8-72-4155/20
Heating Table SEMIC Other brands can be used
Incubator Panasonic MCO-170AIC-PE Other brands can be used
Sterile petri dish (10 cm) NEST Biotechnology 704002
Sterile syringe filters with 0.2 µm GOOGLAB SCIENTIFIC GB-30-022PES
Thermos Quechua 5602589 Other brands can be used

Referenzen

  1. Jeruss, J. S., Woodruff, T. K. Preservation of fertility in patients with cancer. The New England Journal of Medicine. 360 (9), 902-911 (2009).
  2. Paramio, M. T., Izquierdo, D. Current status of in vitro embryo production in sheep and goats. Reproduction in Domestic Animals. 49 (4), 37-48 (2014).
  3. Gilchrist, R. B., Thompson, J. G. Oocyte maturation: emerging concepts and technologies to improve developmental potential in vitro. Theriogenology. 67 (1), 6-15 (2007).
  4. Nogueira, D., Sadeu, J. C., Montagut, J. In vitro oocyte maturation: current status. Seminars in Reproductive Medicine. 30 (3), 199-213 (2012).
  5. Farsi, M. M., Kamali, N., Pourghasem, M. Embryological aspects of oocyte in vitro maturation. International Journal of Molecular and Cellular Medicine. 2 (3), 99-109 (2013).
  6. You, J., et al. Treatment with the proteasome inhibitor MG132 during the end of oocyte maturation improves oocyte competence for development after fertilization in cattle. PLOS One. 7 (11), 48613 (2012).
  7. Donnay, I., et al. Effect of prematuration, meiosis activating sterol and enriched maturation medium on the nuclear maturation and competence to development of calf oocytes. Theriogenology. 62 (6), 1093-1107 (2004).
  8. Ledda, S., Bogliolo, L., Leoni, G., Calvia, P., Naitana, S. Influence of vasoactive intestinal peptide (VIP), atrial natriuretic peptide (ANP) and insulin-like growth factor-I (IGF-I) on in vitro maturation of prepubertal and adult sheep oocytes. Zygote. 4 (4), 343-348 (1996).
  9. Uhm, S. J., et al. Epidermal growth factor can be used in lieu of follicle-stimulating hormone for nuclear maturation of porcine oocytes in vitro. Theriogenology. 73 (8), 1024-1036 (2010).
  10. Fair, T., Hyttel, P., Greve, T. Bovine oocyte diameter in relation to maturational competence and transcriptional activity. Molecular Reproduction and Development. 42 (4), 437-442 (1995).
  11. Sirard, M. A. Follicle environment and quality of in vitro matured oocytes. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 28 (6), 483-488 (2011).
  12. Banwell, K. M., Thompson, J. G. In vitro maturation of Mammalian oocytes: outcomes and consequences. Seminars in Reproductive Medicine. 26 (2), 162-174 (2008).
  13. de Smedt, V., Crozet, N., Gall, L. Morphological and functional changes accompanying the acquisition of the meiotic competence in ovarian goat oocyte. Journal of Experimental Zoology. 269 (2), 128-139 (1994).
  14. Luca, X., et al. Relationship between antral follicular size, oocyte diameters and nuclear maturation of immature oocyte in pigs. Theriogenology. 58 (5), 870-885 (2002).
  15. Abeydeera, L. R. In vitro production of embryo in swine. Theriogenology. 57 (1), 256-273 (2002).
  16. Carabatsos, M. J., Sellitto, C., Goodenough, D. A., Albertini, D. F. Oocyte-granulosa cell heterologous gap junctions are required for the coordination of nuclear and cytoplasmic meiotic competence. Entwicklungsbiologie. 226 (2), 167-179 (2000).
  17. Hashimoto, S., et al. Effects of cumulus cell density during in vitro maturation of the developmental competence of bovine oocytes. Theriogenology. 49 (8), 1451-1463 (1998).
  18. Zuccotti, M., Merico, V., Cecconi, S., Redi, C. A., Garagna, S. What does it take to make a developmentally competent mammalian egg. Human Reproduction Update. 17 (4), 525-540 (2011).
  19. Albertini, D. F., Barrett, S. L. Oocyte-somatic cell communication. Reproduction. Supplement. 61, 49-54 (2003).
  20. Cavilla, J. L., Kennedy, C. R., Byskov, A. G., Hartshorne, G. M. Human immature oocytes grow during culture for IVM. Human Reproduction. 23 (1), 37-45 (2008).
  21. Hirao, Y., et al. In vitro growth and development of bovine oocyte-granulosa cell complexes on the flat substratum: effects of high polyvinylpyrrolidone concentration in culture medium. Biology of Reproduction. 70 (1), 83-91 (2004).
  22. Xu, M., et al. In vitro oocyte maturation and preantral follicle culture from the luteal-phase baboon ovary produce mature oocytes. Biology of Reproduction. 84 (4), 680-697 (2011).
  23. Ka, H., Sawai, K., Wang, W. H., Im, K. S., Niwa, K. Amino acids in maturation medium and presence of cumulus cells at fertilization promote male pronuclear formation in porcine oocytes matured and penetrated in vitro. Biology of Reproduction. 57, 478-483 (1997).
  24. Shimada, M., Zeng, W. X., Terada, T. Inhibition of PI 3-kinase or MEK leads to suppression of p34cdc2 kinase activity and meiotic progression beyond the MI stage in porcine oocytes surrounded with cumulus cells. Biology of Reproduction. 65, 442-448 (2001).
  25. Coy, P., Romar, R. In vitro production of pig embryos: a point of view. Reproduction Fertility and Development. 14, 275-286 (2002).
  26. Reinsberg, J., Ackermann, D., Vander Ven, H. Pitfalls in assessment of progesterone production by granulosa cells cultured in contact with silicone rubber or paraffin oil. Archives Gynecology Obstetrics. 270, 174-178 (2004).
  27. Shimada, M., Kawano, N., Terada, T. Delay of nuclear maturation and reduction in developmental competence of pig oocytes after mineral oil overlay of in vitro maturation media. Reproduction. 124, 557-564 (2002).
  28. Cekleniak, N. A., et al. Novel system for in vitro maturation of human oocytes. Fertility and Sterility. 75, 1185-1193 (2001).
  29. Cukierman, E., Pankov, R., Yamada, K. M. Cell interactions with three-dimensional matrices. Current Opinion in Cell Biology. 14, 633-639 (2002).
  30. Desai, N., et al. Three-dimensional in vitro follicle growth: Overview of culture models, biomaterials, design parameters and future directions. Reproductive Biology and Endocrinology. 8 (119), (2010).
  31. Combelles, C. M., Fissore, R. A., Albertini, D. F., Racowsky, C. In vitro maturation of human oocytes and cumulus cells using a co-culture three-dimensional collagen gel system. Human Reproduction. 20, 1349-1358 (2005).
  32. Dorati, R., et al. Formulation and stability evaluation of 3D alginate beads potentially useful for cumulus-oocyte complexes culture. Journal of Microencapsulation. 33, 137-145 (2016).
  33. Morselli, M. G., Canziani, S., Vigo, D., Luvoni, G. C. A three-dimensional alginate system for in vitro culture of cumulus-denuded feline oocytes. Reproduction in Domestic Animals. 52 (1), 83-88 (2017).
  34. Pangas, S. A., Saudye, H., Shea, L. D., Woodruff, T. K. Novel approach for the three-dimensional culture of granulosa cell-oocyte complexes. Tissue Engineering. 9 (5), 1013-1021 (2003).
  35. Shen, P., et al. A new three-dimensional glass scaffold increases the in vitro maturation efficiency of buffalo (Bubalus bubalis) oocyte via remodeling the extracellular matrix and cell connection of cumulus cells. Reproduction in Domestic Animals. 55 (2), 170-180 (2020).
  36. Kniazeva, E., et al. Primordial follicle transplantation within designer biomaterial grafts produce live births in a mouse infertility model. Scientific Reports. 5, 17709 (2015).
  37. Tian, J., Fu, N., Chen, X. D., Shen, W. Respirable liquid marble for the cultivation of microorganisms. Colloids and Surfaces B Biointerfaces. 106, 187-190 (2013).
  38. Arbatan, T., Al-Abboodi, A., Sarvi, F., Chan, P. P., Shen, W. Tumor inside a pearl drop. Advanced Healthcare Materials. 1 (4), 467-469 (2012).
  39. Sarvi, F., et al. Cardiogenesis of embryonic stem cells with liquid marble micro-bioreactor. Advanced Healthcare Materials. 4 (1), 77-86 (2015).
  40. Ledda, S., et al. A novel technique for in vitro maturation of sheep oocytes in a liquid marble microbioreactor. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 33 (4), 513-518 (2016).
  41. Ooi, C. H., Nguyen, N. T. Manipulation of liquid marbles. Microfluid Nanofluid. 19, 483-495 (2015).
  42. Lin, P., Rui, R. Effects of follicular size and FSH on granulosa cell apoptosis and atresia in porcine antral follicles. Molecular Reproduction Development. 77 (8), 670-678 (2010).
  43. Eppig, J. J., O’Brien, M. J. Development in vitro of mouse oocytes from primordial follicles. Biology of Reproduction. 54 (1), 197-207 (1996).
  44. Dolmans, M. M., et al. Evaluation of Liberase, a purified enzyme blend, for the isolation of human primordial and primary ovarian follicles. Human Reproduction. 21 (2), 413-420 (2006).
  45. Reader, K. L., Stanton, J. A., Juenge, J. L. The role of oocyte organelles in determining developmental competence. Biologie. 6, 35-57 (2017).
  46. Shikanov, A., Xu, M., Woodruff, T. K., Shea, L. D. A method for ovarian follicle encapsulation and culture in a proteolytically degradable 3-dimensional system. Journal of Visualized Experiments. (49), e2695 (2011).
  47. Aussillous, P., Quere, D. Liquid Marbles. Nature. 411, 924-927 (2001).
  48. Serrano, M. C., Nardecchia, S., Gutiérrez, M. C., Ferrer, M. L., del Monte, F. Mammalian cell cryopreservation by using liquid marbles. ACS Applied Materials & Interfaces. 7, 3854-3860 (2015).
  49. Arbatan, T., Li, L., Tian, J., Shen, W. Liquid marbles as micro-bioreactors for rapid blood typing. Advance Healthcare Materials. 1 (1), 80-83 (2012).
  50. Brevini, T. A. L., Manzoni, E. F. M., Ledda, S., Gandolfi, F., Turksen, K. Use of a Super-hydrophobic Microbioreactor to Generate and Boost Pancreatic Mini Organoids. Organoids. Methods in Molecular Biology. , 291-299 (2017).
check_url/de/61325?article_type=t

Play Video

Diesen Artikel zitieren
Gorczyca, G., Wartalski, K., Tabarowski, Z., Duda, M. Proteolytically Degraded Alginate Hydrogels and Hydrophobic Microbioreactors for Porcine Oocyte Encapsulation. J. Vis. Exp. (161), e61325, doi:10.3791/61325 (2020).

View Video